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Tiques et maladies à tiques

 | 
Karen D. McCoy
, 
Nathalie Boulanger

Boîte à outils

Annexe 2

Revue bibliographique des méthodes de gorgement et d’infection des tiques

Sarah Bonnet et Nathalie Boulanger

Texte intégral

1L’étape, sans aucun doute la plus difficile pour maintenir des tiques en élevage afin de les étudier, réside dans la réalisation de leur gorgement sanguin. Hématophages strictes, les tiques ont en effet les modalités de gorgement les plus complexes et les temps de gorgement les plus longs parmi les arthropodes hématophages. Les tiques s’infectant à la faveur de la prise de leur repas sanguin, la mise au point de méthodes d’infection en laboratoire est aussi essentielle afin d’étudier les systèmes complexes formés par les agents infectieux et leurs vecteurs.

Gorgement direct sur animaux

2Plusieurs techniques ont été développées à la fois pour gorger des tiques en élevage et pour les infecter par divers agents pathogènes (Bonnet et Liu, 2012). Parmi elles, celle qui se rapproche le plus de la réalité physiologique consiste à gorger des tiques sur des animaux vigiles, infectés ou non, et maintenus en laboratoire. Cette technique a été utilisée pour nourrir diverses espèces de tiques dont Rhipicephalus evertsi evertsi (Londt et Vanderbijl, 1977), I. scapularis, I. pacificus, A. americanum, Dermacentor occidentalis, D. variabilis, Haemaphysalis leporispalustris, R. sanguineus (Troughton et Levin, 2007), R. appendiculatus (Bailey, 1960 ; Musyoki et al., 2004), A. variegatum (Voigt et al., 1993), D. andersoni (Howarth et Hokama, 1983 ; Kocan et al., 1986), A. hebraeum (Heyne et al., 1987) et I. ricinus (Mbow et al., 1994), sur des souris ou des lapins ou de plus gros animaux comme des bovins ou des moutons. Cependant, cette méthode nécessite l’utilisation et le maintien en laboratoire d’animaux, générant ainsi des problèmes éthiques, de gestion et de coûts non négligeables. D’autre part, les spécificités d’hôtes de certaines espèces de tiques peuvent rendre de tels gorgements impossibles, notamment lorsque des animaux sauvages sont impliqués. De même, certaines infections expérimentales impliquant des animaux ne pouvant être maintenus en captivité ou dont l’élevage est difficile ne peuvent pas être réalisées. Enfin, la quantité d’agents infectieux ingérée par les tiques dans de telles conditions d’infection ne peut pas être contrôlée précisément.

Gorgement sur membrane

3Pour pallier ces difficultés, des systèmes de gorgement sur membrane ont été mis en place afin, à la fois, de gorger et d’infecter des tiques par divers agents infectieux. De nombreuses espèces de tiques ont ainsi été gorgées avec succès par le biais de ces systèmes : R. microplus (Kemp et al., 1975 ; Waladde et al., 1991), A. variegatum (Voigt et al., 1993 ; Young et al., 1996), R. appendiculatus (Waladde et al., 1991 ; Young et al., 1996 ; Musyoki et al., 2004), D. andersoni (Howarth et Hokama, 1983 ; Paine et al., 1983), I. scapularis (Burkot et al., 2001), I. ricinus (Bonnet et al., 2007 ; Krober et Guerin, 2007), A. cajennense adultes (deMoura et al., 1997), H. anatolicum anatolicum, H. dromedarii (Tajeri et Razmi, 2011), A. hebraeum (Kuhnert et al., 1995). Des membranes à la fois d’origine animale (prélevées sur des bovins, lapins, souris, gerbilles) ou artificielles ont été utilisées. L’utilisation de membranes « animales » nécessite l’accès à des animaux et une préparation méticuleuse des peaux pour éviter leur contamination et leur biodégradation (Musyoki et al., 2004 ; Bonnet et al., 2007). Le choix de leur origine va dépendre de l’espèce de tique et de la stase de développement concernées, et de la longueur des pièces buccales déterminant notamment l’épaisseur de la peau que celles-ci peuvent traverser. Les membranes artificielles permettent de s’affranchir des animaux, mais impliquent dans certaines études une période de pré-gorgement délicate sur animal (avec un taux de re-fixation sur la membrane assez aléatoire), leur composition est souvent complexe et elles nécessitent l’utilisation de stimuli d’origine animale, parfois difficiles à mettre au point pour attirer les tiques vers la membrane (poils, extraits animaux, fèces et phéromones de tiques, etc.) (Voigt et al., 1993). Dans tous les systèmes utilisés, les tiques sont enfermées dans un récipient et prélèvent leur repas sanguin à travers une membrane. Il est alors nécessaire de maintenir le sang dans des conditions favorables et attractives pour les tiques (35‑39 °C, avec ou sans CO2, suivant l’espèce de tique concernée) durant toute la durée du gorgement, et de le changer régulièrement dans des conditions stériles.

4Dans le cas d’une infection par un agent infectieux, les techniques de gorgement sur membrane permettent de se rapprocher au plus près de la réalité physiologique puisque le micro-organisme est ingéré par la tique au moment de son repas sanguin, en même temps que le sang et ses constituants, et ceci de façon continue au cours du repas. De plus, ces techniques permettent de contrôler la quantité d’agents infectieux ingérée par les tiques, ainsi que de tester, lors du repas sanguin, différentes substances à analyser (médicaments, anticorps, attractants, répulsifs, acaricides, etc.). Le poids des tiques à réplétion obtenu par gorgement sur membrane est généralement égal ou inférieur à ce qui est obtenu sur animal vivant, les temps de gorgement plus longs et la proportion de tiques gorgées plus faible, mais des études ont montré des taux de transformation en stase suivante et des succès de ponte équivalents (Voigt et al., 1993 ; Young et al., 1996 ; Musyoki et al., 2004 ; Liu et al., 2014). Ces techniques présentent néanmoins l’inconvénient d’une mise en place et d’une utilisation relativement lourde, ainsi que l’emploi d’antibiotiques, d’antifongiques et d’anti-coagulants dans le repas sanguin.

Infection par capillaire

5Dans le but d’éviter de potentielles interactions entre des substances pharmaceutiques artificielles et les agents infectieux, d’autres techniques d’infection des tiques ont aussi été mises en place. Il s’agit tout d’abord de l’infection par capillaire. L’utilisation d’un capillaire insérant les pièces buccales de tiques a été réalisée pour la première fois pour collecter de la salive de D. andersoni (Gregson, 1937). Par la suite, cette technique a été utilisée, après un pré-gorgement sur animal, afin d’étudier l’alimentation des tiques (H. excavatum, H. dromedarii et R. sanguineus) et pour leur faire ingérer différents nutriments (Chabaud, 1950). Depuis, elle a été utilisée à diverses reprises (avant ou après un gorgement sur animal) pour infecter des tiques dans les modèles pathogènes-vecteurs suivants : Leptospira pomona/A. maculatum-D. andersoni (Burgdorfer, 1957), T. parva/R. appendiculatus (Purnell et Joyner, 1967 ; Walker et al., 1979), B. burgdorferi/I. ricinus (Kurtenbach et al., 1994), B. burgdorferi/I. scapularis (Broadwater et al., 2002 ; Korshus et al., 2004), virus Dugbe/A. variegatum (Steele et Nuttall, 1989), E. chaffeensis/A. americanum-D. variabilis-R. sanguineus (Rechav et al., 1999), A. marginale/D. variabilis (Kocan et al., 2005) ou R. montana- R. rhipicephali/D. variabilis (Macaluso et al., 2001). Cette méthode d’infection présente l’avantage de pouvoir évaluer la quantité d’agents pathogènes absorbée par la tique et d’utiliser la voie naturelle d’infection par ingestion, mais s’éloigne des conditions naturelles dans le sens où, ici, l’agent pathogène est ingéré en l’absence de sang, d’un seul coup et en grande quantité, après ou avant le repas sanguin. De même, les indispensables étapes de gorgement sur animal puis détachement forcé des tiques peuvent s’avérer délicates et de succès limité.

Injection directe de pathogènes dans la tique

6Enfin, l’infection des tiques peut aussi se faire par injection directe de l’agent pathogène à travers leur cuticule. Cette méthode a été utilisée pour infecter des R. appendiculatus avec le parasite T. parva (Walker et al., 1979 ; Jongejan et al., 1980), D. andersoni avec A. marginale, (Kocan et al., 1986), A. americanum, D. variabilis et R. sanguineus avec Ehrlichia chaffeensis (Rechav et al., 1999), ou encore I. scapularis par B. burgdorferi (Kariu et al., 2011). Dans ce cas, la dose de micro-organisme injectée est bien sûr contrôlée, mais elle n’exclut pas non plus l’utilisation d’animaux pour réaliser les gorgements, et le taux de mortalité des tiques après injection est loin d’être négligeable. L’inconvénient majeur de cette technique réside dans le fait qu’elle est loin de la réalité physiologique, les agents infectieux ne réalisant pas leur cycle de développement naturel (qui passe par l’absorption dans le tube digestif au moment du repas sanguin), rendant ainsi les résultats difficilement extrapolables aux conditions naturelles d’infection.

Tableau 1. Résumé des avantages et faiblesses des principales techniques de gorgement artificiel utilisées pour infecter des tiques avec différents agents infectieux.

Tableau 1. Résumé des avantages et faiblesses des principales techniques de gorgement artificiel utilisées pour infecter des tiques avec différents agents infectieux.

Infection par immersion des tiques

7Ce système a été utilisé afin d’infecter des larves d’Ixodes scapularis avec Borrelia burgdorferi, l’agent bactérien de la maladie de Lyme. Les larves sont immergées pendant 15 ou 45 minutes à 33 °C dans des suspensions de bactéries à faible passage, c’est-à-dire des bactéries qui ont eu peu de passages successifs en culture in vitro et donc ont normalement pu maintenir l’ensemble de leurs plasmides naturels. Les larves infectées ainsi sont capables de retransmettre l’agent infectieux vivant à des souris naïves (Policastro et Schwan, 2003).

8En conclusion, chacune des méthodes abordées ici présente à la fois des avantages et des inconvénients (cf. tabl. 1) et le choix de la méthode dépend à la fois du modèle analysé et de la question biologique qui est posée.

Bibliographie

Almazán C., Kocan K. M., Blouin E. F., de la Fuente J., 2005 – Vaccination with recombinant tick antigens for the control of Ixodes scapularis adult infestations. Vaccine, 23: 5294-5298.

Bailey K. P., 1960 – Note on the rearing of Rhipicephalus appendiculatus and their infection with Theileria parva for experimental transmission. Bulletin of Epizootic Diseases of Africa, 8: 33-43.

Bonnet S. I., Liu X. Y., 2012 – Laboratory artificial infection of hard ticks: a tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia, 52: 453-464.

Bonnet S., Jouglin M., Malandrin L., Becker C., Agoulon A., L’Hostis M., Chauvin A., 2007 – Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology, 134: 197-207.

Bonnet S., Brisseau N., Hermouet A., Jouglin M., Chauvin A., 2009 – Experimental in vitro transmission of Babesia sp (EU1) by Ixodes ricinus. Veterinary Research, 40: 8.

Broadwater A. H., Sonenshine D. E., Hynes W. L., Ceraul S., De Silva A. M., 2002 – Glass capillary tube feeding: A method for infecting nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology, 39: 285-292.

Burgdorfer W., 1957 – Artificial feeding of ixodid ticks for studies on the transmission of disease agents. Journal of Infectious Diseases, 100: 212-214.

Burkot T. R., Happ C. M., Dolan M. C., Maupin G. O., 2001 – Infection of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with Borrelia burgdorferi using a new artificial feeding technique. Journal of Medical Entomology, 38 : 167-171.

Chabaud A. G., 1950 – Sur la nutrition artificielle des tiques. Annals of Parasitology, 25 : 42-47.

Cotté V., Bonnet S., Le Rhun D., Le Naour E., Chauvin A., Boulouis H.-J., Lecuelle B., Lilin T., VayssierTaussat M., 2008 – Transmission of Bartonella henselae by Ixodes ricinus. Emerging Infectious Diseases, 14 : 1074-1080.

deMoura S. T., daFonseca A. H., Gorgulho C., Fernandes N., Butler J. F., 1997 – Artificial feeding of Amblyomma cajennense (Fabricius, 1787) (Acari : Ixodidae) through silicone membrane. Memorias Do Instituto Oswaldo Cruz, 92: 545-548.

Gregson J. D., 1937 – Notes on some phenomenal feeding of ticks. Journal of the Entomological Society of British Columbia, 34: 8-12.

Heyne H., Elliott E. G. R., Bezuidenhout J. D., 1987 – Rearing and infection techniques for Amblyomma species to be used in heartwater transmission experiments. Onderstepoort Journal of Veterinary Research, 54: 461-471.

Howarth J. A., Hokama Y., 1983 – Artificial feeding of adult and nymphal Dermacentor andersoni (Acari, Ixodidae) during studies on bovine anaplasmosis. Journal of Medical Entomology, 20: 248-256.

Jongejan F., Perie N. M., Franssen F. F. J., Uilenberg G., 1980 – Artificial infection of Rhipicephalus appendiculatus with Theileria parva by percutaneous injection. Research in Veterinary Science, 29: 320-324.

Joyner L. P., Davies S. F., Kendall S. B., 1963 – The experimental transmission of Babesia divergens by Ixodes ricinus. Experimental Parasitology, 14: 367-373.

Kariu T., Coleman A. S., Anderson J. F., Pal U., 2011 – Methods for rapid transfer and localization of Lyme disease pathogens within the tick gut. Journal of Visualized Experiments, 48.

Kemp D. H., Koudstaal D., Roberts J. A., Kerr J. D., 1975 – Feeding of Boophilus microplus larvae on a partially defined medium through thin slices of cattle skin. Parasitology, 70: 243-254.

Kocan K. M., Wickwire K. B., Hair J. A., Ewing S. A., Barron S. J., 1986 – Percutaneous infection of nymphal Dermacentor andersoni with Anaplasma marginale. American Journal of Veterinary Research, 47: 1662-1664.

Kocan K. M., Yoshioka J., Sonenshine D. E., De la Fuente J., Ceraul S. M., Blouin E. F., Almazan C., 2005 – Capillary tube feeding system for studying tick-pathogen interactions of Dermacentor variabilis (Acari: Ixodidae) and Anaplasma marginale (Rickettsiales: Anaplasmataceae). Journal of Medical Entomology, 42: 864-874.

Korshus J. B., Munderloh U. G., Bey R. F., Kurtti T. J., 2004 – Experimental infection of dogs with Borrelia burgdorferi sensu stricto using Ixodes scapularis ticks artificially infected by capillary feeding. Medical Microbiology and Immunology, 193: 27-34.

Krober T., Guerin P. M., 2007 – In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology, 23: 445-449.

Kuhnert F., Diehl P. A., Guerin P. M., 1995 – The life cycle of the bont tick Amblyomma herbraeum in vitro. International Journal for Parasitology, 25: 887-896.

Kurtenbach K., Dizij A., Seitz H. M., Margos G., Moter S. E., Kramer M. D., Wallich R., Schaible U. E., Simon M. M., 1994 – Differential immune responses to Borrelia burgdorferi in European wild rodent species influence spirochete transmission to Ixodes ricinus L. (Acari, Ixodidae). Infection and Immunity, 62: 5344-5352.

Liu X. Y., Cote M., Paul R. E., Bonnet S. I., 2014 – Impact of feeding system and infection status of the blood meal on Ixodes ricinus feeding. Ticks and Tick-borne Diseases, 5: 323-328.

Londt J. G. H., Vanderbijl E. B., 1977 – Life cycle of 2-host tick Rhipicephalus evertsi evertsi Neumann, 1897, under laboratory conditions (Acarina, Ixodidae). Onderstepoort Journal of Veterinary Research, 44: 21-28.

Macaluso K. R., Sonenshine D. E., Ceraul S. M., Azad A. F., 2001 – Infection and transovarial transmission of rickettsiae in Dermacentor variabilis ticks acquired by artificial feeding. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, 1: 45-53.

Mbow M. L., Christe M., Rutti B., Brossard M., 1994 – Absence of acquired resistance to nymphal Ixodes ricinus ticks in BALB/c mice developing cutaneous reactions. Journal of Parasitology, 80: 81-87.

Musyoki J. M., Osir E. O., Kiara H. K., Kokwaro E. D., 2004 – Comparative studies on the infectivity of Theileria parva in ticks fed in vitro and those fed on cattle. Experimental and Applied Acarology, 32: 51-67.

Paine S. H., Kemp D. H., Allen J. R., 1983 – In vitro feeding of Dermacentor andersoni (Stiles): effects of histamine and other mediators. Parasitology, 86: 419-428.

Policastro P. F., Schwan T. G., 2003 – Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology, 40: 364-370.

Purnell R. E., Joyner L. P., 1967 – Artificial feeding technique for Rhipicephalus appendiculatus and transmission of Theileria parva from salivary secretion. Nature, 216: 484-485.

Rechav Y., Zyzak M., Fielden L. J., Childs J. E., 1999 – Comparison of methods for introducing and producing artificial infection of Ixodid ticks (Acari: Ixodidae) with Ehrlichia chaffeensis. Journal of Medical Entomology, 36: 414-419.

Reis C., Cote M., Le Rhun D., Lecuelle B., Levin M. L., VayssierTaussat M., Bonnet S. I., 2011 – Vector competence of the tick Ixodes ricinus for transmission of Bartonella birtlesii. Plos Neglected Tropical Diseases, 5: e1186.

Steele G. M., Nuttall P. A., 1989 – Difference in vector competence of two species of sympatric ticks, Amblyomma variegatum and Rhipicephalus appendiculatus, for Dugbe virus (Nairovirus, Bunyaviridae). Virus Research, 14: 73-84.

Tajeri S., Razmi G. R., 2011 – Hyalomma anatolicum anatolicum and Hyalomma dromedarii (Acari: Ixodidae) imbibe bovine blood in vitro by utilizing an artificial feeding system. Veterinary Parasitology, 180: 332-335.

Troughton D. R., Levin M. L., 2007 – Life cycles of seven ixodid tick species (Acari: Ixodidae) under standardized laboratory conditions. Journal of Medical Entomology, 44: 732-740.

Voigt W. P., Young A. S., Mwaura S. N., Nyaga S. G., Njihia G. M., Mwakima F. N., Morzaria S. P., 1993 – In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegatum on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium. Parasitology, 107: 257-263.

Waladde S. M., Ochieng S. A., Gichuhi P. M., 1991 – Artificial membrane feeding of the ixodid tick Rhipicephalus appendiculatus to repletion. Experimental and Applied Acarology, 11: 297-306.

Waladde S. M., Young A. S., Ochieng S. A., Mwaura S. N., Mwakima F. N., 1993 – Transmission of Theileria parva to cattle by Rhipicephalus appendiculatus adults fed as nymphae in vitro on infected blood through an artificial membrane. Parasitology, 107: 249-256.

Walker A. R., Brown C. G. D., Bell L. J., McKellar S. B., 1979 – Artificial infection of the tick Rhipicephalus appendiculatus with Theileria parva. Research in Veterinary Science, 26: 264-265.

Young A. S., Waladde S. M., Morzaria S. P., 1996 – « Artificial feeding systems for ixodid ticks as a tool for study of pathogen transmission ». In Camus E., House J. A., Uilenberg G. (eds): Vector-Borne Pathogens: International Trade and Tropical Animal Diseases, New York, New York Acad. Sciences, 791 : 211-218.

Table des illustrations

Titre Tableau 1. Résumé des avantages et faiblesses des principales techniques de gorgement artificiel utilisées pour infecter des tiques avec différents agents infectieux.
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