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Tiques et maladies à tiques

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Karen D. McCoy
, 
Nathalie Boulanger

6. L’interface tique‑hôte et la transmission des pathogènes

Sarah Bonnet, Jean‑Claude George et Nathalie Boulanger

Texte intégral

1Lors de la piqûre d’un arthropode hématophage, la peau constitue la première interface rencontrée par l’insecte ou l’acarien et joue donc un rôle clé dans l’interaction tique-hôte-agent infectieux (Bernard et al., 2014). Chez les tiques, l’interface cutanée est essentielle puisque le repas sanguin est relativement long par rapport à d’autres arthropodes. La peau forme ainsi une barrière à la fois physique et immunitaire. En réponse, les tiques ont mis en place un certain nombre de processus pharmacologiques et immunologiques afin de prélever leur repas sanguin dans les meilleures conditions. Les agents infectieux, transmis par les tiques majoritairement par le biais de la salive lors du repas sanguin, interagissent nécessairement avec les molécules de la salive et vont bénéficier, pour leur transmission, de l’ensemble de ces processus. Ces derniers sont détaillés dans ce chapitre.

Encadré 1
Piqûre ou morsure de tique ?

La notion de piqûre ou de morsure, pour décrire l’attachement de la tique à son hôte vertébré, peut n’être qu’une question de sémantique. Si on se place sur le plan des chélicérates, groupe auquel appartiennent les tiques, on parlera effectivement de morsure ; « l’araignée mord » et laisse deux traces dans la peau. Cependant, si l’on observe de plus près la mécanistique de l’hypostome et des deux chélicères qui servent à l’ancrage de la tique, on parlera plutôt de piqûre, l’hypostome jouant le rôle de « harpon » et les deux chélicères dilacérant comme deux lames le tissu cutané (cf. chap. 2). De par les modalités de leur piqûre, les tiques sont également qualifiées de telmophages*, puisqu’un microhématome va se former autour des pièces piqueuses (Goodman et al., 2005). Nous adopterons donc pour ce livre le terme de « piqûre ».

Physiopathologie de la piqûre de tique

Le repas sanguin

Les glandes salivaires

2Les glandes salivaires diffèrent entre les tiques dures et les tiques molles. Composées de structures en grappe de raisin appelées acini (acini agranulaires et granulaires), elles sont plus complexes chez les tiques dures avec plus de types d’acini et de types cellulaires différents. Les acini agranulaires, ou type I, jouent un rôle dans l’osmorégulation. Les acini granulaires (type II et III chez les femelles, et en plus type IV chez les mâles) sont impliqués dans la sécrétion de protéines bioactives et de lipides avec diverses propriétés pharmacologiques. Les glandes salivaires des tiques molles, quant à elles, fonctionnent de façon répétée lors des multiples repas sanguins alors que chez les tiques dures, elles ne fonctionnent qu’une fois par stase et dégénèrent après le repas sanguin (Alarcon‑Chaidez, 2014). Les glandes salivaires ont un rôle essentiel dans la physiologie des tiques à la fois durant leur phase libre et durant leur phase parasitaire. Pendant la phase libre, elles sont impliquées dans le captage de l’eau environnementale et la sécrétion de fluides hygroscopiques à partir des acini agranulaires. Pendant la phase parasitaire, les glandes salivaires sécrètent la salive et le cément qui permet l’ancrage dans la peau de l’hôte vertébré. Chez les ixodidés, les glandes salivaires ont aussi un rôle osmorégulateur en évacuant l’eau en excès du repas sanguin (transudation postprandiale) et les ions afin de maintenir la pression osmotique, alors que chez les argasidés, ce sont les glandes coxales qui jouent ce rôle (cf. chap. 2).

La prise du repas sanguin

3Les tiques étant des parasites stricts, elles se nourrissent exclusivement de sang sur l’hôte vertébré (sauf pour certaines stases de rares espèces, cf. chap. 2). L’hémoglobine est donc leur source primaire de nourriture. Elles utilisent leur hypostome pour s’ancrer dans la peau et créent une lésion qui forme une poche de lyse. Le repas sanguin implique trois régions du système digestif : 1) les pièces piqueuses avec le pharynx et l’œsophage pour l’acquisition des liquides, 2) l’intestin pour la digestion du sang, 3) le rectum et l’anus pour l’accumulation des déchets et leur élimination. Les glandes salivaires constituent des glandes annexes essentielles à la prise du repas sanguin. La lyse des hématies s’effectue dans la lumière de l’intestin, mais la digestion des protéines et des autres molécules du sang s’effectue dans les cellules. Ce processus est spécifique aux tiques (Sonenshine et Anderson, 2014). Une membrane péritrophique* se forme de novo autour du sang ingéré au cours du repas sanguin.

4Chez les ixodidés, le repas sanguin s’effectue en deux phases : une phase lente de digestion au cours de laquelle la cuticule est synthétisée permettant l’ingestion de sang et l’accroissement de poids de la tique et une phase rapide qui suit l’accouplement permettant la fin du repas sanguin (Sonenshine, 1991 ; Bourdeau, 1993a, 1993b ; Alarcon‑Chaidez, 2014). La tique dure peut prendre jusqu’à cent fois son poids de sang qu’elle va concentrer.

5Chez les argasidés, les tiques se nourrissent rapidement en quelques minutes, voire quelques heures. Les chélicères coupent et dilacèrent la peau. La vitesse d’absorption du sang est constante chez les tiques molles et les repas sanguins sont multiples et moins volumineux. Elles prennent 5 à 10 fois leur poids de sang.

6Au cours de la piqûre, la formation de la lésion cutanée qui se développe sous le cône formé par le cément est documentée depuis plusieurs années (Berenberg et al., 1972). Cette lésion est le siège de multiples réponses immunitaires de la part de l’hôte. Si la piqûre sur un hôte naïf présente peu ou pas d’infiltrat cellulaire, la répétition de ces piqûres induit une réaction inflammatoire associée à des mastocytes et à des éosinophiles (Goodman et al., 2005). De plus, la piqûre de tique induit une réponse en anticorps contre la salive, qui peut conduire chez l’hôte à un processus de résistance, et chez la tique à une diminution de la durée du gorgement et donc de la taille du repas sanguin ; la conséquence étant, chez les femelles, une plus faible production d’œufs et une mortalité accrue (Goodman et al., 2005). Ainsi, une étude épidémiologique conduite aux États-Unis en zone endémique pour la borréliose de Lyme montre que chez l’homme, une hypersensibilité retardée immédiate se développe après des piqûres répétées de tique, ce qui diminuerait le risque de transmission bactérienne (Burke et al., 2005).

Apport global de la transcriptomique et de la protéomique de la salive de tique

7Les agents infectieux étant inoculés avec la salive de tique dans la peau de l’hôte vertébré, de nombreuses études s’intéressent à la salive, notamment dans le but d’identifier des molécules essentielles pour la transmission de ces agents (Hovius et al., 2008 ; Liu et Bonnet, 2014). Les premiers travaux de protéomique s’intéressant à la salive des tiques datent des années 2000 (Madden et al., 2004). Peu de protéines spécifiques de la tique sont alors identifiées, en raison de la trop grande abondance des protéines du sang de l’hôte. Au cours de ces dernières années, le répertoire de protéines salivaires de tiques a été intensivement étudié par gel en deux dimensions ou par chromatographie, souvent associé à la spectrométrie de masse. Les transcriptomes* salivaires et les protéomes (sialomes)* de diverses espèces de tiques dures ont ainsi été établis. Il s’agit notamment d’Ixodes scapularis (Valenzuela, 2002 ; McNally et al., 2012), I. pacificus (Francischetti et al., 2005), I. ricinus (Vennestrøm et Jensen, 2007 ; Chmelar et al., 2012 ; Schwarz et al., 2012 ; Liu et al., 2014), Amblyomma variegatum (Nene et al., 2002 ; Ribeiro et al., 2011), Dermacentor andersoni (Alarcon‑Chaidez et al., 2007), Haemaphysalis longicornis (Nakajima et al., 2005), Rhipicephalus (Boophilus) microplus et R. sanguineus (Anatriello et al., 2010 ; Maruyama et al., 2010) et R. appendiculatus (Nene et al., 2004). Ces analyses ont montré que les tiques dures possèdent plus de 25 familles de protéines dans leurs sialomes. Des analyses transcriptomiques et protéomiques ont également été menées sur des tiques molles : Ornithodoros moubata (Oleaga et al., 2007), O. coriaceus (Francischetti et al., 2008b), O. parkeri (Francischetti et al., 2008a), et Argas monolakensis (Mans et al., 2008). Cela a permis d’établir les liens phylogénétiques entre les tiques molles et les tiques dures (cf. chap. 1), et d’élucider certains des mécanismes impliqués dans la piqûre hématophage. Des analyses comparatives indiquent que les grandes familles de protéines sont conservées chez les tiques dures et molles, et un catalogue de 3 454 protéines salivaires putatives, sécrétées par diverses espèces de tiques, a été créé (Mans et al., 2008 ; Francischetti et al., 2009). Cependant, il faut souligner que, pour toutes les espèces de tiques avec un transcriptome connu, moins de 5 % des protéines ont été exprimées et leur fonction vérifiée, et que des familles complètes de protéines attendent une identification sur un plan fonctionnel (Francischetti et al., 2009). L’analyse de protéines de tique à activité hémostatique et immunosuppressive vis‑à‑vis de l’hôte a révélé que les ixodidés et les argasidés ont évolué indépendamment. Il a également été observé que la duplication de gènes était très importante chez les tiques, notamment pour des protéines de la famille des lipocalines et des sérine-protéases. Ces duplications pourraient aider la tique à mieux échapper à la pharmacologie de l’hôte et à son système immunitaire (Valenzuela, 2002 ; Ribeiro et al., 2006 ; Beaufays et al., 2008a ; Beaufays et al., 2008b) et donc à s’adapter aux différents hôtes disponibles (cf. chap. 4).

8Les études de protéomique et de transcriptomique ont aussi permis d’identifier des protéines ou des transcrits essentiels à l’interaction tiques-agents pathogènes en utilisant des tiques ou des cellules de tiques en culture, infectées par différents agents pathogènes (Liu et Bonnet, 2014). Récemment, des méthodes plus sensibles ont réduit considérablement le matériel nécessaire pour effectuer ces analyses. En utilisant une électrophorèse différentielle sur gel à deux dimensions (2D‑DIGE : 2‑Dimensional Differential in-Gel Electrophoresis) associée à la spectrométrie de masse, Villar et al. (2010) ont étudié des tiques Rhipicephalus spp. , recueillies sur le terrain, non infectées et infectées par différents pathogènes : Rickettsia, Anaplasma, Ehrlichia et Theileria. À partir d’un petit nombre de tiques (2‑9), neuf protéines exprimées ont été identifiées de façon différentielle : quatre protéines de l’hôte dérivant du sang et cinq attribuées aux pathogènes. Ces protéines de tique incluent l’actine, l’énolase, la protéine de fixation des nucléotides guanine et une protéine larvaire inconnue. De la même façon, les nouvelles techniques de séquençage à haut débit (NGS) ont permis d’augmenter considérablement le nombre de séquences issues du transcriptome des glandes salivaires des tiques et d’identifier ainsi, pour la première fois, des transcrits rares (Schwarz et al., 2012 ; Liu et al., 2014).

Les propriétés de la salive de tique

Activités pharmacologiques

9La salive de tique est de composition complexe. Dès 1985, l’activité de la salive sur la coagulation, l’inflammation et la douleur a été démontrée (Ribeiro et al., 1985).

10Ces premiers travaux seront affinés par la suite. Depuis, une série de molécules visant à contrer, entre autres, les processus de coagulation, d’agrégation plaquettaire et de vasoconstriction de l’hôte vertébré ont été clairement identifiées dans la salive de tique (Wikel, 1999 ; Hovius et al., 2008 ; Kazimírová et Štibrániová, 2013 ; Liu et Bonnet, 2014) (tabl. 1).

Tableau 1. Principales molécules de salive de tique à activités anti-coagulantes et anti-inflammatoires 1) et immunosuppressives 2).

1) Molécules anti-coagulantes
et anti-inflammatoires

Cible

Salp14 (Ixodes scapularis)
TAP (
Ornithodoros moubata)

Factor Xa inhibiteur
N
arasimhan et al., 2004
W
axman et al., 1990

Ixolaris (I. scapularis)
Penthalaris (
I. scapularis)

Tissue factor pathway inhibitor
F
rancischetti et al., 2002
F
rancischetti et al., 2004

Serpine (Serine protease inhibitors)
Iris (
I. ricinus)
HLS2 (
Haemaphysalis)

Homologue d’inhibiteur de l’élastase
des leucocytes
P
revot et al., 2006
I
mamura et al., 2005

Serpine‑Lipocaline
Moubatin
(Ornithodoros moubata)
(
I. ricinus)

Inhibiteur de l’histamine
V
aldés, 2014
Séquestration du leucotriène B4
B
eaufays et al., 2008a ; Beaufays et al., 2008b

2) Molécules immunosuppressives

Cible

ISAC (I scapularis)
Salp 20 (
I. scapularis)

Anticomplement (C3 convertase)
V
alenzuela et al., 2000
T
yson et al., 2007

Salp15 (I. scapularis)
IL-2 binding protein (
I. scapularis)
Iris (
I. ricinus)

Inhibiteurs cellules T CD4+
R
amamoorthi et al., 2005 ; Garg et al., 2006
G
illespie et al., 2001
L
eboulle et al., 2002 ; Prevot et al., 2006

Sialostatin L (I. scapularis)

Inhibiteurs cellules T CD8+
(Inhibiteur de la cathepsine)
K
otsyfakis et al., 2006

B cell inhibitory protein (BIP) (I. ricinus)

Inhibition des lymphocytes B
H
annier et al., 2004

Salp15 (I. scapularis)
Molécules non protéiques : PGE-2
et purine nucléoside adenosine (
I. scapularis)

Cellules dendritiques
H
ovius et al., 2008
O
liveira et al., 2010

D’après Hovius et al. (2008) ; Kazimírová et Štibrániová (2013).

Figure 1. Cascade de coagulation avec les deux voies d’activation possibles (3a -Voie intrinsèque et 3b -Voie extrinsèque) suite à une blessure.

Figure 1. Cascade de coagulation avec les deux voies d’activation possibles (3a -Voie intrinsèque et 3b -Voie extrinsèque) suite à une blessure.

Les différents facteurs (FXII, FXI, FX, etc.) impliqués dans les voies vont être activés (FXIIa, FXIa, FXa, etc.) successivement. Les points d’impact des protéines de salive de tiques sont indiqués avec des éclairs ; les protéines identifiées sont en italique.
D’après Fontaine et al. (2011).

Activités anticoagulantes

11L’hémostase* est essentielle aux mammifères pour contrôler toute blessure et la perte éventuelle de sang. Lors d’une lésion, les plaquettes interagissent avec différentes macromolécules au niveau de l’endothélium vasculaire et y adhèrent pour former le caillot, lui-même renforcé par les différents facteurs de la coagulation. La thrombine agit notamment en tant qu’enzyme pour transformer le fibrinogène soluble en fibrine insoluble qui consolide la formation du caillot. Afin de prélever son repas sanguin, la tique doit donc éviter ce processus de coagulation. Dans la salive, différents facteurs agissant sur la cascade de coagulation et sur l’agrégation plaquettaire ont été identifiés selon les genres de tiques. Ainsi, l’Ixolaris et la Penthalaris ont été caractérisés chez I. scapularis comme inhibiteurs spécifiques du facteur tissulaire initiateur de la voie extrinsèque de la coagulation. Deux inhibiteurs spécifiques du facteur Xa ont été identifiés, un chez le genre Ornithodoros, TAP (Tick Anticoagulant Peptide) et un autre facteur chez le genre Ixodes, Salp14 (fig. 1). D’autres facteurs agissent spécifiquement en tant qu’inhibiteurs de la thrombine (Fontaine et al., 2011). Enfin, l’apyrase, présente chez de nombreux insectes hématophages, existe également chez les tiques. Elle dégrade l’ADP (Adénosyl Diphosphate) issu des cellules lésées, qui est également un activateur de l’agrégation plaquettaire (Kazimírová et Štibrániová, 2013 ; Wikel, 2013). Des inhibiteurs de serine protéases appartenant à la famille Kunitz ont aussi montré leur implication dans la perturbation de la coagulation chez l’hôte vertébré (Islam et al., 2009).

Activités anti-inflammatoires

12Pour permettre leur repas sanguin long, allant jusqu’à plusieurs jours pour les tiques dures, les tiques doivent aussi éviter leur rejet par l’hôte vertébré. Pour cela, des molécules de la salive de tique ciblent l’inflammation et la douleur de façon à passer inaperçues pour son hôte (tabl. 1). La salive de tique contient une kininase qui neutralise l’effet de la bradikinine*, ce qui diminue la perméabilité vasculaire et la vasodilatation, ainsi que l’effet de la démangeaison induite par la piqûre (Ribeiro et al., 1985 ; Francischetti et al., 2009). L’histamine contribue aussi à la sensation de démangeaison. Elle est neutralisée par des lipocalines (Valdés, 2014). D’autres lipocalines neutralisent spécifiquement le leucotriène B4 qui est un chimio-attractant puissant pour les neutrophiles (Beaufays et al., 2008a)

Activités sur l’immunité de l’hôte vertébré

13La découverte de l’immunité* innée étant plus récente, ce sont d’abord des travaux sur l’immunité acquise qui ont permis de mettre en évidence le rôle immunosuppresseur de la salive de tique sur l’immunité de l’hôte vertébré. Les cibles de la salive de tique sont variées et résumées dans la figure 2, ci‑après.

Effet sur l’immunité acquise

14Wikel (1982) met le premier en évidence les effets de la salive de la tique dure Dermacentor andersoni sur les lymphocytes T CD4+ in vitro en inhibant la prolifération lymphocytaire. Une protéine de la tique Ixodes scapularis, Salp15, sera finalement identifiée comme responsable de cet effet. Cette protéine se fixe au récepteur CD4 des lymphocytes T helper inhibant la sécrétion de l’interleukine-2 (IL-2) (Anguita et al., 2002 ; Garg et al., 2006). Leboulle et al. (2002) identifieront chez I. ricinus une autre protéine, Iris, ayant des effets similaires sur les lymphocytes T CD4+. Plus précisément la piqûre de tique Ixodes conduit à une polarisation des lymphocytes T CD4+ de type Th2. En effet, l’infestation de souris C3H/HeJ par des tiques I. scapularis infectées par Borrelia burgdorferi ss (agent de la borréliose de Lyme) conduit à une augmentation d’IL‑4 correspondant à l’activation des Th2, alors que les cytokines Th1, IL‑2 et interferon gamma (IFN‑gamma) sont diminuées (Zeidner et al., 1997 ; Kovár et al., 2002). Un effet spécifique sur les lymphocytes CD8+ a également été décrit plus récemment dans la salive d’I. scapularis avec la mise en évidence de la sialostatine-L qui inhibe la cathepsine (Schwarz et al., 2012). La salive a également un effet sur la réponse humorale en affectant la production des anticorps. Une protéine BIP (B-cell inhibitory protein), de 18 kDa identifiée chez I. ricinus, inhibe en effet la prolifération in vitro des lymphocytes B (Hannier et al., 2004).

Figure 2. Effet global de la salive sur l’immunité innée et l’immunité acquise.

Figure 2. Effet global de la salive sur l’immunité innée et l’immunité acquise.

Les signes (+) indiquent un effet activateur et (-) un effet inhibiteur de la salive de tique.

15À l’interface de l’immunité acquise et innée, les cellules dendritiques sont aussi la cible de la salive de tique. Deux composants de la salive agissent sur leur maturation et leur activation. La prostaglandine E2 (PGE2), présente dans la salive de tique, inhibe la sécrétion d’IL‑12 et du TNF‑alpha (Tumor Necrosis Factor), de même que l’activation des lymphocites T CD4+ par les cellules dendritiques (Oliveira et al., 2010). La protéine Salp15, décrite précédemment, agit également en se fixant sur le récepteur DC‑SIGN des cellules dendritiques, empêchant leur maturation et l’activation des lymphocytes T CD4+ (Mason et al., 2014). L’effet de la salive sur la maturation des cellules dendritiques et sur la polarisation des lymphocytes Th2 a été montré chez plusieurs tiques dures appartenant aux genres Rhipicephalus et Ixodes (Skallová et al., 2008 ; Oliveira et al., 2010). Ces composants de la salive peuvent être de nature protéique ou non protéique comme PGE‑2.

Effet sur l’immunité innée

16La salive agit sur l’immunité innée de l’hôte en inhibant notamment la voie alterne du complément, première défense mise en jeu lors d’une infection par un agent infectieux (fig. 1). Une protéine spécifique qui inhibe cette voie alterne a été purifiée et clonée chez I. scapularis (Isac : salivary anti-complement) (Valenzuela et al., 2000), et pour laquelle des homologues ont été identifiés chez I. ricinus (Daix et al., 2007). De même, IxAC (pour Ixodes anti-complement protein) a été mise en évidence chez I. ricinus comme ayant des propriétés d’inhibition de la voie du complément (Couvreur et al., 2008). Il a aussi été montré que la protéine Salp15, déjà citée comme une molécule active sur l’immunité acquise de l’hôte vertébré, protège également différentes espèces de B. burgdorferi sensu lato de l’effet lytique du complément. En se fixant sur une lipoprotéine bactérienne, Salp15 empêche la reconnaissance par le facteur du complément et la lyse bactérienne (Schuijt et al., 2008). Enfin, une autre protéine de tique, initialement appelée P8 et maintenant TSLPI (tick salivary lectin pathway inhibitor) diminue l’effet lytique du complément de l’hôte sur Borrelia par la voie d’activation des lectines (de Taeye et al., 2013). La salive de tique agit également sur l’immunité innée de la peau en inhibant la sécrétion des peptides antimicrobiens, défensine et cathélicidine, diminuant ainsi la réponse immunitaire locale au point de piqûre (Marchal et al., 2009 ; Kern et al., 2011).

Effets pathogènes directs des piqûres de tique

Spoliation sanguine

17Exception faite des tiques appartenant au genre Dermacentor, et en raison de leur petite taille, les tiques des zones tempérées prennent des repas de sang relativement peu volumineux (inférieurs à 2 ml de sang) et ne génèrent pas de problème de spoliation sanguine. De tels problèmes peuvent néanmoins survenir chez des espèces tropicales qui peuvent prendre jusqu’à 4 ml de sang et notamment pour le genre Amblyomma ; un volume de 8 ml de sang ayant même été rapporté pour la tique Hyalomma asiaticum (Sauer et al., 1995). Lors d’infestations importantes, cette spoliation sanguine affaiblit fortement les animaux, laissant ainsi la porte ouverte à des infections secondaires.

Dommages liés à la piqûre

18Lors de son repas sanguin, la tique perce la peau à la fois par une action mécanique de ses pièces buccales et une action cytolytique due aux composants de sa salive (protéases et estérases). Les chélicères vont pénétrer dans la peau en la dilacérant, puis l’hypostome pénètre tel un harpon qui va permettre l’ancrage de la tique (cf. chap. 2). Outre les surinfections qui peuvent intervenir suite à cette plaie (notamment en zone tropicale), la piqûre de tique provoque donc des blessures cutanées chez les animaux, qui peuvent être très dommageables pour l’industrie du cuir (Ghosh et al., 2006).

Paralysie ascendante à tique

19Décrite en 1912 au Canada (Colombie-Britannique), la paralysie à tique est cosmopolite, mais certaines zones géographiques sont plus touchées que d’autres comme la côte est de l’Australie et la région nord-ouest de l’Amérique du Nord (Edlow et McGillicuddy, 2008). L’envenimation est provoquée par la piqûre d’une tique, le plus souvent une femelle adulte. Bien qu’une soixantaine d’espèces de tiques soit associée à cette paralysie chez les animaux, seules quelques espèces sont impliquées chez l’homme : Dermacentor andersoni, I. scapularis, D. variabilis en Amérique du Nord et I. holocyclus en Australie (Edlow, 2010 ; HallMendelin et al., 2011). La paralysie est due à la présence d’une toxine dans la salive de tique. C’est une infection vétérinaire importante qui demeure rare chez l’homme ; une étude épidémiologique américaine rapporte uniquement 33 cas sur cinquante ans aux États-Unis (1946-1996) (Edlow, 2010). Elle touche plus particulièrement les petites filles, probablement à cause, d’une part de la chevelure qui favorise la dissimulation de la tique, et d’autre part de la dose de toxine inoculée par rapport à la masse corporelle de l’enfant. Si la tique n’est pas retirée, la paralysie progresse et le patient décède par arrêt respiratoire (Edlow, 2010). Lorsque la tique est retirée à temps, la paralysie est rapidement réversible et l’amélioration observée après 24 heures.

Allergie et choc anaphylactique

20La tique molle du pigeon, Argas reflexus, est également capable de provoquer chez certaines personnes des allergies importantes pouvant conduire à des chocs anaphylactiques. Ce type d’allergie se retrouve chez 8 % des personnes exposées. La pathologie se rencontre chez les personnes habitant à proximité de nids de pigeons. Lorsque les pigeons désertent leur nid, les tiques Argas, quelle que soit leur stase, pénètrent dans les habitations le plus souvent la nuit et piquent l’homme pendant un court repas sanguin. L’antigène sensibilisant a été identifié comme étant une protéine Arg r1 (Weckesser et al., 2010).

Allergie croisée

21Un autre type d’allergie provoquée par les tiques a été récemment découvert aux États-Unis au cours d’une enquête épidémiologique portant sur l’étiologie des chocs anaphylactiques provoqués par le cétuximab (Erbitux®). Cet anticorps monoclonal recombinant chimérique humain-murin utilisé dans le traitement des cancers, s’est révélé très allergisant dès la première injection, particulièrement chez les patients du centre-est du pays (O’Neil et al., 2007 ; Grandvuillemin et al., 2013). Les parients étaient allergiques à des résidus sucrés : l’alpha 1-3 galactose, portés par les sites anticorps murins. Les investigations ont dévoilé une sensibilisation préalable, liée à la présence d’IgE anti galactose‑α‑1,3‑galactose (α‑Gal) (Arnold et Misbah, 2008) ; elles ont aussi établi un lien direct avec l’HSR (hypersensibilité retardée) aux viandes rouges et l’allergie aux piqûres de tique Amblyomma americanum qui contiennent également des résidus alpha‑Gal. Commins et PlattsMills (2013) ont établi un lien de causalité entre la sensibilisation à l’α‑Gal et cette tique. Ils en ont conclu qu’elle était « l’une des causes, sinon la seule, de la sensibilisation ». Ce type d’allergie est aussi décrit en Australie, au Japon et en Europe avec différentes tiques du genre Ixodes. La suspicion qui porte sur I. ricinus est renforcée par la récente détection d’α‑Gal dans son tube digestif (Hamsten et al., 2013). La prévention des anaphylaxies repose sur le dépistage des patients sensibilisés aux piqûres de tique par des tests cutanés ou sérologiques. De simples mesures d’éviction suffisent alors pour protéger les allergiques aux viandes rouges ; un protocole de désensibilisation doit par contre être engagé avant la mise en œuvre du traitement des patients pour lesquels le cétuximab est la seule option thérapeutique envisageable.

Effet facilitateur de la salive sur certaines infections cutanées

22Il est connu depuis longtemps que la dermatophilose (ou streptothricose cutanée), infection cutanée cosmopolite causée par la bactérie Dermatophilus congolensis, peut revêtir une forme très sévère chez certaines races (exotiques) de bovins, sous certaines conditions climatiques (chaleur, humidité), et si les animaux sont exposés à la tique A. variegatum (ou certaines autres espèces du même genre). L’infection peut être si sévère qu’il peut être impossible d’élever les races sensibles sans une lutte intensive contre A. variegatum. Les tiques ne sont pas vectrices de la bactérie impliquée dans cette maladie, mais il a été clairement démontré que leur salive est responsable de la gravité de l’infection chez les bovins, bien que les mécanismes impliqués ne soient pas encore élucidés (Lloyd et Walker, 1992 ; Walker et Lloyd, 1993).

Implication de la salive dans la transmission d’agents infectieux

23Les tiques sont les vecteurs les plus importants d’agents infectieux à transmission vectorielle, et sont les deuxièmes, après les moustiques, si l’on ne considère que la médecine humaine (de la Fuente et al., 2008 ; Piesman et Eisen, 2008). Chez les ixodidés, c’est le plus souvent la stase nymphale qui est incriminée dans la transmission, en partie en raison de sa petite taille qui permet à la tique de passer inaperçue. Les modalités de la transmission au cours du repas sanguin de la tique vont dépendre de l’agent infectieux en cause. En effet, les bactéries ne sont pour la plupart pas inoculées dès le début du repas sanguin, soit parce qu’elles sont le plus souvent encore localisées dans l’intestin de la tique au moment de la piqûre, soit parce qu’elles ne sont pas encore sous forme infectieuse. L’afflux de sang, et donc le changement de température et de pH, va induire une modification de l’agent infectieux et/ou une migration des bactéries de l’intestin vers les glandes salivaires d’où elles seront ensuite inoculées à l’hôte (fig. 3). Cela semble différent pour les virus et les parasites qui seraient déjà présents dans les glandes salivaires au début du repas sanguin, mais pour lesquels le stimulus du repas pourrait intervenir dans la multiplication ou la transformation en stade infectieux. Au cours du processus de transmission de ces agents pathogènes, la salive de tique joue également un rôle clé (Kazimírová et Štibrániová, 2013). Relativement peu de facteurs de tiques, notamment salivaires, ont été mis en évidence à ce jour comme impliqués directement dans la transmission des agents infectieux (Liu et Bonnet, 2014).

Figure 3. Mécanisme général de transmission des pathogènes.

Figure 3. Mécanisme général de transmission des pathogènes.

Une poche d’inoculation est produite par les pièces piqueuses de la tique (piqûre telmophage) par dilacération des tissus de l’hôte. Les flèches dans la tique indiquent la migration de l’agent infectieux de l’intestin vers l’hémocoele, puis de l’hémocoele vers les glandes salivaires (d’après Mehlhorn et Armstrong, 2001).

Transmission de bactéries

Borréliose de Lyme

24La transmission de la borréliose de Lyme a été particulièrement bien étudiée aux États-Unis compte tenu de son incidence importante (Piesman et Eisen, 2008). Il a notamment été démontré que la transmission des bactéries B. burgdorferi ss devient optimale trois jours après le début du repas sanguin de la tique (Hojgaard et al., 2008). Ce délai semble beaucoup plus court pour les autres Borrelia spp. du complexe transmises en Europe (Crippa et al., 2002). Un tel délai s’explique par le fait que Borrelia est d’abord fixée, via la protéine OspA, à un récepteur nommé Trospa dans l’intestin de la tique. Les modifications physiologiques induites par le repas sanguin induisent alors des modifications antigéniques de la bactérie. La protéine OspA majoritairement présente à la surface de la bactérie va arrêter d’être exprimée et sera remplacée par la protéine OspC, libérant ainsi les bactéries fixées au tube digestif de la tique, et permettant leur migration vers les glandes salivaires (Ohnishi et al., 2001). La protéine Salp15 se fixe ensuite spécifiquement à OspC et va faciliter la transmission à l’hôte (Ramamoorthi et al., 2005). Cette protéine OspC semble essentielle pour l’initiation de l’infection chez l’hôte vertébré puisque des Borrelia déficientes en cette protéine ne disséminent pas chez la souris (Grimm et al., 2004). D’autres protéines bactériennes sont également importantes dans la transmission comme la « decorin binding protein » (DbpA et DbpB) et la « Borrelia burgdorferi fibronectin-binding protein » (BBK32), toutes les deux interagissant avec la matrice extracellulaire de l’hôte au niveau de la peau notamment (Fikrig et Narasimhan, 2006). En conclusion, la tique joue un rôle essentiel dans la transmission de Borrelia, comme démontré par le fait que des Borrelia inoculées à la seringue sont moins infectieuses que celles inoculées via des tiques infectées (cf. annexe 2).

Anaplasmose

25Les agents de l’anaplasmose humaine et animale sont beaucoup moins étudiés que Borrelia, mais certains des mécanismes impliqués dans leur transmission par la tique commencent néanmoins à être élucidés. La subolesine, une protéine de tique présente chez différents genres, semble jouer un rôle lors de la transmission d’Anaplasma marginale et d’A. phagocytophilum, mais aussi de Babesia bigemina (un parasite). En effet, l’inhibition de sa synthèse par de l’ARN interférent (ARNi) diminue l’infection des glandes salivaires de Dermacentor variabilis. Plus généralement, la subolesine fonctionne comme un facteur de transcription qui régule la réponse immunitaire innée. Elle joue un rôle dans la reproduction et la prise de repas sanguin de la tique (de la Fuente et al., 2006a). Une autre protéine de tique, Salp16, semble chez Ixodes scapularis avoir un rôle plus spécifique ; son expression est augmentée uniquement lors d’une infection par Anaplasma phagocytophilum. L’inhibition de son expression par ARNi chez la tique diminue la migration de la bactérie vers les glandes salivaires et donc la transmission à l’hôte (Sukumaran et al., 2006). Comme pour Borrelia, Anaplasma n’est pas transmise d’emblée à l’hôte vertébré et nécessite un temps de maturation avant l’inoculation à l’hôte.

Bartonellose

26L’implication des tiques dans la transmission des bartonelles a été l’objet d’un débat pendant de nombreuses années (Billeter et al., 2008 ; Angelakis et al., 2010a). Le vecteur principal de B. henselae, responsable de la maladie des griffes de chat (cf. chap. 7), est la puce du chat, mais sa transmission par d’autres vecteurs arthropodes, et notamment les tiques, avait été maintes fois suggérée (Lucey et al., 1992 ; Eskow et al., 2001 ; Angelakis et al., 2010b). La transmission de Bartonella par I. ricinus, à la fois in vitro pour B. henselae (Cotté et al., 2008) et pour B. birtlesii in vivo (Reis et al., 2011), a maintenant été démontrée. Pour ces deux bactéries, il a été observé que le stimulus d’un nouveau repas sanguin était aussi nécessaire à l’invasion des glandes salivaires, et donc à la transmission à l’hôte qui a lieu dans un délai de 72 heures après la fixation des tiques (Cotté et al., 2008 ; Reis et al., 2011). Récemment, une protéine salivaire, IrSPI, dont l’expression est augmentée au niveau des glandes salivaires d’I. ricinus lors de l’infection par B. henselae, a été identifiée comme étant impliquée dans l’infection de la tique et donc la transmission bactérienne (Liu et al., 2014).

Rickettsiose

27Bien que cette bactérie soit décrite sur un plan clinique chez l’homme depuis le début du XXe siècle, paradoxalement peu d’études sont réalisées sur son développement chez la tique et sur la transmission. Parmi les 20 espèces, au moins, de rickettsies identifiées, les tiques vectrices sont constituées par des genres très variés selon les zones géographiques (cf. chap. 7 ; tabl. 3). La bactérie possède une couche polysaccharidique qui se modifie au cours du repas sanguin (Hayes et Burgdorfer, 1982) et qui pourrait être impliquée durant le processus de transmission. Dans le modèle R. rickettsii D. andersoni (fièvre des montagnes Rocheuses), la transmission semble intervenir dans les 10 heures suivant l’attachement de la tique au cobaye ; chez l’homme, la transmission pourrait intervenir encore plus précocement, 8 heures pour R. parkeri (Whitman et al., 2007). Aucune protéine de tique ou de l’agent infectieux essentielle dans la transmission n’a été clairement identifiée jusqu’à présent (Macaluso et Paddock, 2014).

Transmission de parasites

Babésiose

28En raison d’une transmission transovarienne chez la tique, les parasites du genre Babesia sont à même d’être transmis à l’hôte vertébré par toutes les stases, y compris les larves. Bien que beaucoup d’inconnues demeurent quant aux mécanismes impliqués et à la chronologie des évènements de la transmission à l’hôte vertébré (Chauvin et al., 2009), l’essentiel du cycle chez la tique est connu (Mehlhorn et Schein, 1984). Il a été démontré que, contrairement aux bactéries pré‑citées, les parasites sont présents dans les glandes salivaires de la tique infectée avant même la prise du repas sanguin ; cela a notamment été vérifié pour les espèces zoonotiques Babesia divergens et Babesia sp. EU1 (aussi nommé Babesia venatorum) (Bonnet et al., 2007 ; Bonnet et al., 2009). Étant donné que le développement des parasites dans les glandes salivaires vers les formes infectieuses se fait pendant les premiers jours du repas sanguin de la tique, l’infection n’est transmise qu’après un intervalle de quelques jours après sa fixation à l’hôte. Cet intervalle est variable selon l’espèce de babésie ; il est connu par exemple que les glandes salivaires de tiques infectées par B. divergens contiennent des sporozoïtes infectieux dès deux jours après la fixation de la tique (Mehlhorn et Schein, 1984). Comme mentionné précédemment, et à notre connaissance, seule la protéine subolesine a été identifiée à ce jour comme impliquée dans la transmission de B. bigemina par la tique R. microplus (de la Fuente et al., 2006a ; Zivkovic et al., 2010).

Theilériose

29Les espèces du genre Theileria sont uniquement transmises par voie transstadiale, et non par voie transovarienne. En conséquence, les larves ne sont jamais infectieuses, et si elles acquièrent l’infection lors de leur repas sanguin, elles peuvent transmettre la maladie comme nymphe et comme adulte. Les Theileria sont bien présentes dans les glandes salivaires avant le début du repas sanguin, mais elles ne sont pas infectieuses d’emblée. Elles doivent d’abord maturer avant d’être transmises, l’infection n’est donc pas transmise immédiatement (Mehlhorn et Schein, 1984 ; Koenen et al., 2013). Cela a été particulièrement bien étudié pour Theileria parva, où pour obtenir des sporozoïtes infectieux, on doit nourrir d’abord les tiques infectées pendant quelques jours sur lapin. Des études transcriptomiques ont été réalisées afin d’étudier la transmission de T. parva par R. appendiculatus (Nene et al., 2004), ainsi que des études protéomiques pour l’analyse de la transmission de T. annulata par R. bursa (Villar et al., 2010). Des analyses permettant une identification précise des protéines impliquées sont encore nécessaires.

Transmission de virus

Encéphalite à tique

30Le virus de l’encéphalite à tique (TBE) est transmis dès le début de la piqûre par une tique infectée du genre Ixodes, car il est déjà présent dans les glandes salivaires (Mansfield et al., 2009). Toutes les stases de tique (larves, nymphes et adultes) peuvent transmettre l’organisme pathogène puisqu’il existe une transmission transovarienne pour ce virus. Peu de travaux existent sur les interactions entre les tiques et les virus qu’elles transmettent. Une étude en transcriptomique a cependant permis de mettre en évidence des transcrits différentiellement exprimés chez I. scapularis lors d’une infection par le virus Langat, un virus apparenté à TBE, mais de faible virulence pour l’homme (McNally et al., 2012). Un vaccin recombinant dérivé d’une protéine du cément de R. appendiculatus, 64TRP, a montré une capacité à protéger des souris contre une infection par le virus TBE, démontrant ainsi sa probable implication dans la transmission du virus par la tique (Labuda et al., 2006).

Approche vaccinale anti‑tique

31En raison des problèmes liés à l’utilisation des acaricides (pollution, atteinte d’espèces non ciblées, apparition de résistances), les recherches sur un vaccin dirigé contre les tiques et les agents pathogènes qu’elles transmettent se développent de plus en plus (de la Fuente et Merino, 2013). Deux sortes de vaccins sont alors envisagées : ceux visant uniquement des protéines de tiques impliquées dans leur biologie (notamment dans la prise de repas sanguin, voire dans la transmission des agents pathogènes), ou ceux combinant à la fois des protéines de tiques et des protéines de pathogènes. Parmi les vaccins visant des antigènes de tiques, deux stratégies existent : celle visant des protéines « cachées » du système immunitaire de l’hôte, par exemple des protéines du tube digestif, ou celle visant des protéines exposées au système immunitaire, comme des antigènes salivaires qui sont injectés à l’hôte vertébré lors de la piqûre (Nuttall et al., 2006). Cibler des antigènes de salive de tique devrait permettre de lutter contre la transmission de l’ensemble des agents infectieux qu’elle est à même de transmettre simultanément. En effet, les pathogènes inoculés avec la salive de tique sont beaucoup plus infectieux que ceux transmis artificiellement à la seringue, soulignant le rôle essentiel joué par la salive dans la transmission (Wikel, 1982 ; Fikrig et al., 2009).

32Les études sur les premiers vaccins anti-tique ont été réalisées sur Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Willadsen et al., 1989). L’immunisation de bovins avec une forme recombinante d’une protéine du tube digestif de cette tique, Bm86, perturbe la prise du repas sanguin et induit ainsi une très forte diminution de l’oviposition. Ce vaccin, qui représente à l’heure actuelle le seul vaccin disponible contre les tiques, est utilisé depuis dans le domaine vétérinaire, mais uniquement à Cuba et en Australie, une spécificité de souche ayant été démontrée. Cette même protéine Bm86 a également été testée dans un programme de vaccination afin de diminuer la transmission de la babésiose chez les bovins aux États-Unis (Miller et al., 2012), de même que chez des cervidés (Carreón et al., 2012). L’efficacité du vaccin se heurte à un effet limité sur certaines espèces de tiques Rhipicephalus. De plus, selon l’origine géographique des souches de R. microplus, le vaccin peut se montrer inefficace.

33Outre Bm86, un certain nombre d’autres protéines de tiques de différentes espèces sont en cours d’étude dans différents modèles expérimentaux, afin de déterminer leur potentiel en tant que candidats vaccinaux contre les tiques et les agents qu’elles transmettent. Ainsi, une réduction de l’infestation de moutons par I. scapularis a été rapportée après vaccination par des antigènes recombinants basés sur des protéines de la tique I. scapularis (Almazán et al., 2005). Une vaccination contre des métalloprotéases identifiées chez I. ricinus a montré un impact sur la prise du repas sanguin par les tiques et une diminution de la descendance de ces dernières (Decrem et al., 2008). Des essais de vaccination très prometteurs contre la subolesine ou 4D8, protéine largement répandue chez plusieurs genres de tiques, ont montré un effet notable sur l’acquisition d’A. marginale et A. phagocytophilum par la tique (de la Fuente et al., 2006b). Il a aussi été démontré que cette protéine bloque la transmission de Babesia bigemina, Anaplasma marginale (Merino et al., 2011) et Borrelia burgdorferi ss (Bensaci et al., 2012). Des essais similaires et prometteurs, aussi, ont été réalisés chez les bovins avec les protéines Trospa, Silk et Q38 de R. microplus (Merino et al., 2013). Les résultats obtenus avec la calréticuline de R. microplus se sont, quant à eux, révélés décevants (Antunes et al., 2015). Une autre approche vaccinale intéressante repose sur l’utilisation d’une protéine du cément, la 64TRP de Rhipicephalus, pour perturber en même temps l’attachement de la tique à son hôte et bloquer la transmission d’agents pathogènes, comme démontré pour le virus de l’encéphalite à tique dans un modèle murin (Labuda et al., 2006). Enfin, la protéine Salp15 d’Ixodes, décrite précédemment, est également un candidat vaccinal potentiel compte tenu de son effet immunosuppresseur puissant dans différents essais in vitro (Schuijt et al., 2011) et des essais chez la souris ont montré un pouvoir protecteur des anticorps dirigés contre cette protéine vis-à-vis de B. burgdorferi (Dai et al., 2009).

Conclusions et perspectives

34La connaissance du rôle joué par la peau dans les maladies à transmission vectorielle a énormément progressé ces dix dernières années avec notamment la mise au point de pathogènes fluorescents marqués à la GFP (Green Fluorescent Protein) et l’utilisation de la microscopie intravitale pour suivre leur cheminement à travers la peau. La protéomique combinée avec certaines techniques de spectrométrie de masse comme la SRM‑MS/MS (Selected Reaction Monitoring-Mass Spectrometry) a permis également d’identifier des protéines clés des agents infectieux dans la peau (Schnell et al., 2015). Quant à la salive de tique, les études de transcriptomique et protéomique ont également permis de fortement progresser sur la connaissance de ses effets sur la pharmacologie et l’immunité de l’hôte.

35D’ailleurs, dans les enquêtes épidémiologiques sur les maladies à transmission vectorielle, les anticorps anti-salive de vecteur sont de plus en plus utilisés pour établir des cartographies de zones à risque pour ces maladies (Medlock et al., 2013). À titre d’exemple, la calréticuline est décrite depuis plusieurs années comme un bon marqueur ubiquitaire d’exposition aux piqûres de tique. Les avancées techniques dans le domaine de la protéomique laissent présager ici aussi l’identification de protéines de tiques spécifiques de genre (Vu Hai et al., 2013).

36L’ensemble de ces recherches et des nouveaux outils mis à disposition permettent d’envisager de façon plus certaine l’identification de protéines d’agents infectieux et de la tique essentielle à la transmission, et donc la mise au point de vaccins efficaces contre les tiques et/ou les agents infectieux qu’elles transmettent.

Bibliographie

AlarconChaidez F., 2014 – « Salivary glands: Structure, Physiology and Molecular Biology ». In Sonenshine D. E., Roe R. M. (eds): Biology of Ticks, Oxford, Oxford University Press, 1. 163-205.

AlarconChaidez F. J., Sun J., Wikel S. K., 2007 – Transcriptome analysis of the salivary glands of Dermacentor andersoni Stiles (Acari: Ixodidae). Insect Biochemistry and Molecular Biology, 37: 48-71.

Almazán C., Kocan K. M., Blouin E. F., de la Fuente J., 2005 – Vaccination with recombinant tick antigens for the control of Ixodes scapularis adult infestations. Vaccine, 23: 5294-5298.

Anatriello E., Ribeiro J. M. C., de MirandaSantos I. K. F., Brandão L. G., Anderson J. M., Valenzuela J. G., Maruyama S. R., Silva J. S., Ferreira B. R., 2010 – An insight into the sialotranscriptome of the brown dog tick, Rhipicephalus sanguineus. BMC Genomics, 11: 450-450.

Angelakis E., Billeter S. A., Breitschwerdt E. B., Chomel B. B., Raoult D., 2010a – Potential for tick-borne bartonelloses. Emerging Infectious Diseases, 16: 385-391.

Angelakis E., Pulcini C., Waton J., Imbert P., Socolovschi C., Edouard S., Dellamonica P., Raoult D., 2010b – Scalp eschar and neck lymphadenopathy caused by Bartonella henselae after Tick Bite. Clinical Infectious Diseases, 50: 549-551.

Anguita J., Ramamoorthi N., Hovius J. W. R., Das S., Thomas V., Persinski R., Conze D., Askenase P. W., Rincón M., Kantor F. S., Fikrig E., 2002 – Salp15, an Ixodes scapularis salivary protein, inhibits CD4+ T cell activation. Immunity, 16: 849-859.

Antunes S., Merino O., Lérias J., Domingues N., Mosqueda J., de la Fuente J., Domingos A., 2015 – Artificial feeding of Rhipicephalus microplus female ticks with anti calreticulin serum do not influence tick and Babesia bigemina acquisition. Ticks and Tick-borne Diseases, 6: 47-55.

Arnold D. F., Misbah S. a., 2008 – Cetuximab-induced anaphylaxis and IgE specific for galactose-alpha-1,3-galactose. The New England Journal of Medicine, 358: 2735, author reply 2735-2736.

Beaufays J., Adam B., Decrem Y., Prévôt P.-P., Santini S., Brasseur R., Brossard M., Lins L., Vanhamme L., Godfroid E., 2008a – Ixodes ricinus tick lipocalins: identification, cloning, phylogenetic analysis and biochemical characterization. Plos One, 3: e3941.

Beaufays J., Adam B., MentenDedoyart C., Fievez L., Grosjean A., Decrem Y., Prévôt P.-P., Santini S., Brasseur R., Brossard M., 2008b – Ir-LBP, an Ixodes ricinus tick salivary LTB4-binding lipocalin, interferes with host neutrophil function. Plos One, 3: e3987.

Bensaci M., Bhattacharya D., Clark R., Hu L. T., 2012 – Oral vaccination with vaccinia virus expressing the tick antigen subolesin inhibits tick feeding and transmission of Borrelia burgdorferi. Vaccine, 30: 6040-6046.

Berenberg J. L., Ward P. A., Somenshine D. E., 1972 – Tick-bite injury: mediation by a complement-derived chemotictic chemotactic factor. Journal of Immunology, 109: 451-456.

Bernard Q., Jaulhac B., Boulanger N., 2014 – Smuggling across the Border: How Arthropod-Borne Pathogens Evade and Exploit the Host Defense System of the Skin. Journal of Investigative Dermatology, 134: 1211-1219.

Billeter S. a., Levy M. G., Chomel B. B., Breitschwerdt E. B., 2008 – Vector transmission of Bartonella species with emphasis on the potential for tick transmission. Medical and Veterinary Entomology, 22: 1-15.

Bonnet S., Jouglin M., L’Hostis M., Chauvin A., 2007 – Babesia sp EU1 from roe deer and transmission within Ixodes ricinus. Emerging Infectious Diseases, 13: 1208-1210.

Bonnet S., Brisseau N., Hermouet A., Jouglin M., Chauvin A., 2009 – Experimental in vitro transmission of Babesia sp (EU1) by Ixodes ricinus. Veterinary Research, 40 : 8.

Bourdeau P., 1993a – Les tiques d’importance vétérinaire et médicale. 1re partie, principales caractéristiques morphologiques et biologiques et leurs conséquences. Point Vétérinaire, 25 : 13-26.

Bourdeau P., 1993b – Les tiques d’importance vétérinaire et médicale. 2e partie, principales espèces de tiques dures (Ixododae et Amblyommidae). Point Veterinaire, 25: 27-41.

Burke G., Wikel S. K., Spielman A., Telford S. R., McKay K., Krause P. J., 2005 – Hypersensitivity to ticks and Lyme disease risk. Emerging Infectious Diseases, 11: 36-41.

Carreón D., de la Lastra J. M. P., Almazán C., Canales M., RuizFons F., Boadella M., MorenoCid J. A., Villar M., Gortázar C., Reglero M., 2012 – Vaccination with BM86, subolesin and akirin protective antigens for the control of tick infestations in white tailed deer and red deer. Vaccine, 30: 273-279.

Chauvin A., Moreau E., Bonnet S., Plantard O., Malandrin L., 2009 – Babesia and its hosts: adaptation to long-lasting interactions as a way to achieve efficient transmission. Veterinary Research, 40: 37-37.

Chmelar J., Calvo E., Pedra J. H. F., Francischetti I. M. B., Kotsyfakis M., 2012 – Tick salivary secretion as a source of antihemostatics. Journal of Proteomics, 75: 3842-3854.

Commins S. P., PlattsMills T. A. E., 2013 – Tick bites and red meat allergy. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology, 13: 354-359.

Cotté V., Bonnet S., Le Rhun D., Le Naour E., Chauvin A., Boulouis H.-J., Lecuelle B., Lilin T., VayssierTaussat M., 2008 – Transmission of Bartonella henselae by Ixodes ricinus. Emerging Infectious Diseases, 14: 1074-1080.

Couvreur B., Beaufays J., Charon C., Lahaye K., Gensale F., Denis V., Charloteaux B., Decrem Y., Prévôt P.-P., Brossard M., 2008 – Variability and action mechanism of a family of anticomplement proteins in Ixodes ricinus. Plos One, 3: e1400.

Crippa M., Rais O., Gern L., 2002 – Investigations on the mode and dynamics of transmission and infectivity of Borrelia burgdorferi sensu stricto and Borrelia afzelii in Ixodes ricinus ticks. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, 2: 3-9.

Dai J., Wang P., Adusumilli S., Booth C. J., Narasimhan S., Anguita J., Fikrig E., 2009 – Antibodies against a tick protein, Salp15, protect mice from the Lyme disease agent. Cell Host and Microbe, 6: 482-492.

Daix V., Schroeder H., Praet N., Georgin J. P., Chiappino I., Gillet L., De Fays K., Decrem Y., Leboulle G., Godfroid E., 2007 – Ixodes ticks belonging to the Ixodes ricinus complex encode a family of anticomplement proteins. Insect Molecular Biology, 16: 155-166.

de la Fuente J., Almazan C., Blouin E. F., Naranjo V., Kocan K. M., 2006a – Reduction of tick infections with Anaplasma marginale and A. phagocytophilum by targeting the tick protective antigen subolesin. Parasitology Research, 100: 85-91.

de la Fuente J., Ayoubi P., Blouin E. F., Alamazan C., Naranjo V., Kocan K. M., 2006b – Focusing on Host-Vector-Pathogen Interactions for Vaccine Development. Annals of the New York Academy of Sciences, 1078: 416-423.

de la Fuente J., EstradaPeña A., Venzal J. M., Kocan K. M., Sonenshine D. E., 2008 – Overview: Ticks as vectors of pathogens that cause disease in humans and animals. Frontiers in Bioscience, 13: 6938-6946. de la Fuente J., Merino O., 2013 -Vaccinomics, the new road to tick vaccines. Vaccine, 31: 5923-5929.

de Taeye S. W., Kreuk L., van Dam A. P., Hovius J. W., Schuijt T. J., 2013 – Complement evasion by Borrelia burgdorferi: it takes three to tango. Trends in Parasitology, 29: 119-128.

Decrem Y., Beaufays J., Blasioli V., Lahaye K., Brossard M., Vanhamme L., Godfroid E., 2008 – A family of putative metalloproteases in the salivary glands of the tick Ixodes ricinus. FEBS Journal, 275: 1485-1499.

Edlow J. A., 2010 – Tick Paralysis. Current Treatment Options in Neurology, 12: 167-177.

Edlow J. A., McGillicuddy D. C., 2008 – Tick paralysis. Infectious Disease Clinics of North America, 22: 397-413.

Eskow E., Rao R. V. S., Mordechai E., 2001 – Concurrent infection of the central nervous system by Borrelia burgdorferi and Bartonella henselae -Evidence for a novel tick-borne disease complex. Archives of Neurology, 58: 1357-1363.

Fikrig E., Narasimhan S., 2006 – Borrelia burgdorferi-traveling incognito? Microbes and Infection, 8: 1390-1399.

Fikrig E., Narasimhan S., Neelakanta G., Pal U., Chen M., Flavell R., 2009 – Toll-like receptors 1 and 2 heterodimers alter Borrelia burgdorferi gene expression in mice and ticks. Journal of Infectious Diseases, 200: 1331-1340.

Fontaine A., Diouf I., Bakkali N., Missé D., Pagès F., Fusai T., Rogier C., Almeras L., 2011 – Implication of haematophagous arthropod salivary proteins in host-vector interactions. Parasites and Vectors, 4: 187.

Francischetti I. M., Valenzuela J. G., Andersen J. F., Mather T. N., Ribeiro J. M., 2002 – Ixolaris, a novel recombinant tissue factor pathway inhibitor (TFPI) from the salivary gland of the tick, Ixodes scapularis: identification of factor X and factor Xa as scaffolds for the inhibition of factor VIIa/tissue factor complex. Blood, 99: 3602-3612.

Francischetti I. M., Mather T. N., Ribeiro J. M., 2004 – Penthalaris, a novel recombinant five-Kunitz tissue factor pathway inhibitor (TFPI) from the salivary gland of the tick vector of Lyme disease, Ixodes scapularis. Thrombosis and Haemostasis, 91: 886-898.

Francischetti I. M. B., My Pham V., Mans B. J., Andersen J. F., Mather T. N., Lane R. S., Ribeiro J. M. C., 2005 – The transcriptome of the salivary glands of the female western black-legged tick Ixodes pacificus (Acari: Ixodidae). Insect Biochemistry and Molecular Biology, 35: 1142-1161.

Francischetti I. M. B., Mans B. J., Meng Z., Gudderra N., Veenstra T. D., Pham V. M., Ribeiro J. M. C., 2008a – An insight into the sialome of the soft tick, Ornithodorus parkeri. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 38: 1-21.

Francischetti I. M. B., Meng Z., Mans B. J., Gudderra N., Hall M., Veenstra T. D., Pham V. M., Kotsyfakis M., Ribeiro J. M. C., 2008b – An insight into the salivary transcriptome and proteome of the soft tick and vector of epizootic bovine abortion, Ornithodoros coriaceus. Journal of Proteomics, 71: 493-512.

Francischetti I. M. B., SaNunes A., Mans B. J., Santos I. M., Ribeiro J. M. C., 2009 – The role of saliva in tick feeding. Frontiers in Bioscience, 14: 2051-2088.

Garg R., Juncadella I. J., Ramamoorthi N., Ashish, Ananthanarayanan S. K., Thomas V., Rincón M., Krueger J. K., Fikrig E., Yengo C. M., Anguita J., 2006 – Cutting edge: CD4 is the receptor for the tick saliva immunosuppressor, Salp15. Journal of Immunology, 177: 6579-6583.

Ghosh S., Azhahianambi P., de la Fuente J., 2006 – Control of ticks of ruminants, with special emphasis on livestock farming systems in India: present and future possibilities for integrated control-a review. Experimental and Applied Acarology, 40: 49-66.

Gillespie R. D., Dolan M. C., Piesman J., Titus R. G., 2001 – Identification of an IL-2 binding protein in the saliva of the Lyme disease vector tick, Ixodes scapularis. Journal of Immunology, 166: 4319-4326.

Goodman J. L., Dennis D. T., Sonenshine D. E., 2005 – Tick-borne Diseases of Humans, Washington, DC, ASM Press, 401 p.

Grandvuillemin A., DissonDautriche A., MiremontSalamé G., FourrierReglat A., Sgro C., 2013 – Cetuximab infusion reactions : French pharmacovigilance database analysis. Journal of Oncology Pharmacy Practice, 19: 130-137.

Grimm D., Tilly K., Byram R., Stewart P. E., Krum J. G., Bueschel D. M., Schwan T. G., Policastro P. F., Elias A. F., Rosa P. A., 2004 – Outer-surface protein C of the Lyme disease spirochete: a protein induced in ticks for infection of mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 101: 3142-3147.

HallMendelin S., Craig S. B., Hall R. A., O’Donoghue P., Atwell R. B., Tulsiani S. M., Graham G. C., 2011 – Tick paralysis in Australia caused by Ixodes holocyclus Neumann. Annals of Tropical Medicine and Parasitology, 105: 95-106.

Hamsten C., Starkhammar M., Tran T. A. T., Johansson M., Bengtsson U., Ahlén G., Sällberg M., Grönlund H., van Hage M., 2013 – Identification of galactose-α‑-1,3‑galactose in the gastrointestinal tract of the tick Ixodes ricinus; possible relationship with red meat allergy. Allergy, 68: 549-552.

Hannier S., Liversidge J., Sternberg J. M., Bowman A. S., 2004 – Characterization of the B-cell inhibitory protein factor in Ixodes ricinus tick saliva: a potential role in enhanced Borrelia burgdoferi transmission. Immunology, 113: 401-408.

Hayes S., Burgdorfer W., 1982 – Reactivation of Rickettsia rickettsii in Dermacentor andersoni ticks: an ultrastructural analysis. Infection and Immunity, 37: 779-785.

Hojgaard A., Eisen R. J., Piesman J., 2008 – Transmission dynamics of Borrelia burgdorferi s.s. during the key third day of feeding by nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology, 45: 732-736.

Hovius J. W. R., Levi M., Fikrig E., 2008 – Salivating for knowledge: Potential pharmacological agents in tick saliva. Plos Medicine, 5: 0202-0208.

Imamura S., Da Silva Vaz J. I., S. V., Sugino M., Ohashi K., Onuma M., 2005 – A serine protease inhibitor (serpin) from Haemaphysalis longicornis as an anti-tick vaccine. Vaccine, 23: 1301-1311.

Islam M. K., Tsuji N., Miyoshi T., Alim M. A., Huang X., Hatta T., Fujisaki K., 2009 – The Kunitz-like modulatory protein haemangin is vital for hard tick blood-feeding success. Plos Pathogens, 5: e1000497.

Kazimírová M., Štibrániová I., 2013 – Tick salivary compounds: their role in modulation of host defences and pathogen transmission. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 3: 43-43.

Kern A., Collin E., Barthel C., Michel C., Jaulhac B., Boulanger N., 2011 – Tick saliva represses innate immunity and cutaneous inflammation in a murine model of lyme disease. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, 11: 1343-1350.

Koenen F., Pascucci I., Jaenson T. G. T., Madder M., de Sousa R., EstradaPeña A., Farkas R., Salman M., 2013 – « Tick-borne infections (including zoonoses) in Europe and the Mediterranean Basin ». In Salman O., Tarrés-Call J. (eds): Tick and Tick-borne diseases, CAB International: 33-76.

Kotsyfakis M., -Nunes A., Francischetti I. M., Mather T. N., Andersen J. F., Ribeiro J. M., 2006 – Antiinflammatory and immunosuppressive activity of sialostatin L, a salivary cystatin from the tick Ixodes scapularis. Journal of Biological Chemistry, 281: 26298-26307.

Kovár L., Kopecký J., Ríhová B., 2002 – Salivary gland extract from Ixodes ricinus tick modulates the host immune response towards the Th2 cytokine profile. Parasitology Research, 88: 1066-1072.

Labuda M., Trimnell A. R., Licková M., Kazimírová M., Davies G. M., Lissina O., Hails R. S., Nuttall P. A., 2006 – An antivector vaccine protects against a lethal vector-borne pathogen. Plos Pathogens, 2: e27-e27.

Leboulle G., Crippa M., Decrem Y., Mejri N., Brossard M., Bollen A., Godfroid E., 2002 – Characterization of a novel salivary immunosuppressive protein from Ixodes ricinus ticks. Journal of Biological Chemistry, 277: 10083-10089.

Liu X. Y., Bonnet S. I., 2014 – Hard tick factors implicated in pathogen transmission. Plos Neglected Tropical Diseases, 8: e2566-e2566.

Liu X. Y., de la Fuente J., Cote M., Galindo R. C., Moutailler S., VayssierTaussat M., Bonnet S. I., 2014 – IrSPI, a Tick Serine Protease Inhibitor Involved in Tick Feeding and Bartonella henselae Infection. Plos Neglected Tropical Diseases, 8: e2993.

Lloyd C., Walker A., 1992 – The systemic effect of adult and immature Amblyomma variegatum ticks on the pathogenesis of dermatophilosis. Revue d’élevage et de médecine vétérinaire des pays tropicaux, 46: 313-316.

Lucey D., Dolan M. J., Moss C. W., Garcia M., Hollis D. G., Wegner S., Morgan G., Almeida R., Leong D., Greisen K. S., Welch D. F., Slater L. N., 1992 – Relapsing illness due to Rochalimaea henselae in immunocompetent hosts: implication for therapy and new epidemiological associations. Clinical Infectious Diseases, 14: 683-688.

Macaluso K. R., Paddock C. D., 2014 – « Tick-borne spotted fever group rickettsioses and Rickettsia species » . In Sonenshine D. E., Roe R. M. (eds): Biology of Ticks, Oxford, Oxford University Press, 2.

Madden R. D., Sauer J. R., Dillwith J. W., 2004 – A proteomics approach to characterizing tick salivary secretions. Experimental and Applied Acarology, 32: 77-87.

Mans B. J., Andersen J. F., Francischetti I. M. B., Valenzuela J. G., Schwan T. G., Pham V. M., Garfield M. K., Hammer C. H., Ribeiro J. M. C., 2008 – Comparative sialomics between hard and soft ticks: implications for the evolution of blood-feeding behavior. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 38: 42-58.

Mansfield K. L., Johnson N., Phipps L. P., Stephenson J. R., Fooks a. R., Solomon T., 2009 – Tick-borne encephalitis virus -a review of an emerging zoonosis. Journal of General Virology, 90: 1781-1794.

Marchal C. M. P., Luft B. J., Yang X., Sibilia J., Jaulhac B., Boulanger N. M., 2009 – Defensin is suppressed by tick salivary gland extract during the in vitro interaction of resident skin cells with Borrelia burgdorferi. Journal of Investigative Dermatology, 129: 2515-2517.

Maruyama S. R., Anatriello E., Anderson J. M., Ribeiro J. M., Brandão L. G., Valenzuela J. G., Ferreira B. R., Garcia G. R., Szabó M. P., Patel S., Bishop R., de MirandaSantos I. K., 2010 – The expression of genes coding for distinct types of glycine-rich proteins varies according to the biology of three metastriate ticks, Rhipicephalus (Boophilus) microplus, Rhipicephalus sanguineus and Amblyomma cajennense. BMC Genomics, 11: 363-363.

Mason L. M. K., Veerman C. C., Geijtenbeek T. B. H., Hovius J. W. R., 2014 – Ménage à trois: Borrelia, dendritic cells, and tick saliva interactions. Trends in Parasitology, 30: 95-103.

McNally K. L., Mitzel D. N., Anderson J. M., Ribeiro J. M., Valenzuela J. G., Myers T. G., Godinez A., Wolfinbarger J. B., Best S. M., Bloom M. E., 2012 – Differential salivary gland transcript expression profile in Ixodes scapularis nymphs upon feeding or flavivirus infection. Ticks and Tick-Borne diseases, 3: 18-26.

Medlock J. M., Hansford K. M., Bormane A., Derdakova M., EstradaPena A., George J. C., Golovljova I., Jaenson T. G., Jensen J. K., Jensen P. M., Kazimirova M., Oteo J. A., Papa A., Pfister K., Plantard O., Randolph S. E., Rizzoli A., SantosSilva M. M., Sprong H., Vial L., Hendrickx G., Zeller H., Van Bortel W., 2013 – Driving forces for changes in geographical distribution of Ixodes ricinus ticks in Europe. Parasites and Vectors, 6: 1.

Mehlhorn H., Schein E., 1984 – The piroplasms -Life cycle and sexual stages. Advances in Parasitology, 23: 37-103.

Mehlhorn H., Armstrong P. M., 2001 – Encyclopedic Reference of Parasitology: Biology, Structure, Function. Berlin, Heidelberg, Springer, 683 p.

Merino O., Almazán C., Canales M., Villar M., MorenoCid J. A., Galindo R. C., de la Fuente J., 2011 – Targeting the tick protective antigen subolesin reduces vector infestations and pathogen infection by Anaplasma marginale and Babesia bigemina. Vaccine, 29: 8575-8579.

Merino O., Antunes S., Mosqueda J., Moreno-Cid J. A., de la Lastra J. M. P., RosarioCruz R., Rodríguez S., Domingos A., de la Fuente J., 2013 – Vaccination with proteins involved in tick – pathogen interactions reduces vector infestations and pathogen infection. Vaccine, 31: 5889-5896.

Miller R., EstradaPeña A., Almazán C., Allen A., Jory L., Yeater K., Messenger M., Ellis D., Pérez de León A. A., 2012 – Exploring the use of an anti-tick vaccine as a tool for the integrated eradication of the cattle fever tick, Rhipicephalus (Boophilus) annulatus. Vaccine, 30: 5682-5687.

Nakajima C., da Silva Vaz I., Imamura S., Konnai S., Ohashi K., Onuma M., 2005 – Random sequencing of cDNA library derived from partially-fed adult female Haemaphysalis longicornis salivary gland. Journal of Veterinary Medical Science, 67: 1127-1131.

Narasimhan S., Montgomery R. R., DePonte K., Tschudi C., Marcantonio N., Anderson J. F., Sauer J. R., Cappello M., Kantor F. S., Fikrig E., 2004 – Disruption of Ixodes scapularis anticoagulation by using RNA interference. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United states of America, 101: 1141-1146.

Nene V., Lee D., Quackenbush J., Skilton R., Mwaura S., Gardner M. J., Bishop R., 2002 – AvGI, an index of genes transcribed in the salivary glands of the ixodid tick Amblyomma variegatum. International Journal for Parasitology, 32: 1447-1456.

Nene V., Lee D., Kang’a S., Skilton R., Shah T., de Villiers E., Mwaura S., Taylor D., Quackenbush J., Bishop R., 2004 – Genes transcribed in the salivary glands of female Rhipicephalus appendiculatus ticks infected with Theileria parva. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 34: 1117-1128.

Nuttall P., Trimnell A., Kazimirova M., Labuda M., 2006 – Exposed and concealed anti- gens as vaccine targets for controlling ticks and tick-borne diseases. Parasite Immunology, 28: 155-163.

O’Neil B. H., Allen R., Spigel D. R., Stinchcombe T. E., Moore D. T., Berlin J. D., Goldberg R. M., 2007 – High incidence of cetuximab-related infusion reactions in Tennessee and North Carolina and the association with atopic history. Journal of Clinical Oncology, 25: 3644-3648.

Ohnishi J., Piesman J., de Silva A. M., 2001 – Antigenic and genetic heterogeneity of Borrelia burgdorferi populations transmitted by ticks. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 98: 670-675.

Oleaga A., EscuderoPoblación A., Camafeita E., PérezSánchez R., 2007 – A proteomic approach to the identification of salivary proteins from the argasid ticks Ornithodoros moubata and Ornithodoros erraticus. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 37: 1149-1159.

Oliveira C. J., Carvalho W. A., Garcia G. R., Gutierrez F. R., de Miranda Santos I. K., Silva J. S., Ferreira B. R., 2010 – Tick saliva induces regulatory dendritic cells: MAP-kinases and Toll-like receptor-2 expression as potential targets. Veterinary Parasitology, 167: 288-297.

Piesman J., Eisen L., 2008 – Prevention of tick-borne diseases. Annual Review of Entomology, 53: 323-343.

Prevot P.-P., Adam B., Boudjeltia K. Z., Brossard M., Lins L., Cauchie P., Brasseur R., Vanhaeverbeek M., Vanhamme L., Godfroid E., 2006 – Anti-hemostatic effects of a serpin from the saliva of the tick Ixodes ricinus. Journal of Biological Chemistry, 281: 26361-26369.

Ramamoorthi N., Narasimhan S., Pal U., Bao F. K., Yang X. F. F., Fish D., Anguita J., Norgard M. V., Kantor F. S., Anderson J. F., Koski R. A., Fikrig E., 2005 – The Lyme disease agent exploits a tick protein to infect the mammalian host. Nature, 436: 573-577.

Reis C., Cote M., Le Rhun D., Lecuelle B., Levin M. L., VayssierTaussat M., Bonnet S. I., 2011 – Vector competence of the tick Ixodes ricinus for transmission of Bartonella birtlesii. Plos Neglected Tropical Diseases, 5: e1186-e1186.

Ribeiro J. M., Makoul G. T., Levine J., Robinson D. R., Spielman A., 1985 – Antihemostatic, antiinflammatory, and immunosuppressive properties of the saliva of a tick, Ixodes dammini. Journal of Experimental Medicine, 161: 332-344.

Ribeiro J. M., Anderson J. M., Manoukis N. C., Meng Z., Francischetti I. M., 2011 – A further insight into the sialome of the tropical bont tick, Amblyomma variegatum. BMC Genomics, 12: 136-136.

Ribeiro J. M. C., AlarconChaidez F., Francischetti I. M. B., Mans B. J., Mather T. N., Valenzuela J. G., Wikel S. K., 2006 – An annotated catalog of salivary gland transcripts from Ixodes scapularis ticks. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 36: 111-129.

Sauer J., McSwain J., Bowman A., Essenberg R., 1995 – Tick salivary gland physiology. Annual Review of Entomology, 40: 245-267.

Schnell G., Boeuf A., Westermann B., Jaulhac B., Lipsker D., Carapito C., Boulanger N., EhretSabatier L., 2015 – Discovery and targeted proteomics on cutaneous biopsies infected by Borrelia to investigate Lyme disease. Molecular and Cellular Proteomics: mcp. M114. 046540.

Schuijt T. J., Hovius J. W. R., van Burgel N. D., Ramamoorthi N., Fikrig E., van Dam A. P., 2008 – The tick salivary protein Salp15 inhibits the killing of serum-sensitive Borrelia burgdorferi sensu lato isolates. Infection and Immunity, 76: 2888-2894.

Schuijt T. J., Hovius J. W., van der Poll T., van Dam A. P., Fikrig E., 2011 – Lyme borreliosis vaccination: the facts, the challenge, the future. Trends in Parasitology, 27: 40-47.

Schwarz A., Valdés J. J., Kotsyfakis M., 2012 – The role of cystatins in tick physiology and blood feeding. Ticks and Tick-borne Diseases, 3: 117-127.

Skallová A., Iezzi G., Ampenberger F., Kopf M., Kopecky J., 2008 – Tick saliva inhibits dendritic cell migration, maturation, and function while promoting development of Th2 responses. Journal of Immunology, 180 : 6186-6192.

Sonenshine D. E., 1991 – Biology of ticks, Oxford University Press, 447 p.

Sonenshine D. E., Anderson J. M., 2014 – « Mouthparts and digestive system ». In Sonenshine D. E., Roe R. M. (eds): Biology of Ticks, Oxford, Oxford University Press, 1.

Sukumaran B., Narasimhan S., Anderson J. F., DePonte K., Marcantonio N., Krishnan M. N., Fish D., Telford S. R., Kantor F. S., Fikrig E., 2006 – An Ixodes scapularis protein required for survival of Anaplasma phagocytophilum in tick salivary glands. Journal of Experimental Medicine, 203: 1507-1517.

Tyson K., Elkins C., Patterson H., Fikrig E., De Silva A., 2007 – Biochemical and functional characterization of Salp20, an Ixodes scapularis tick salivary protein that inhibits the complement pathway. Insect Molecular Biology, 16: 469-479.

Valdés J. J., 2014 – Antihistamine response: a dynamically refined function at the host-tick interface. Parasites and Vectors, 7: 491.

Valenzuela J. G., 2002 – High-throughput approaches to study salivary proteins and genes from vectors of disease. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 32: 1199-1209.

Valenzuela J. G., Charlab R., Mather T. N., Ribeiro J. M., 2000 – Purification, cloning, and expression of a novel salivary anticomplement protein from the tick, Ixodes scapularis. Journal of Biological Chemistry, 275: 18717-18723.

Vennestrøm J., Jensen P. M., 2007 – Ixodes ricinus: the potential of two-dimensional gel electrophoresis as a tool for studying host-vector-pathogen interactions. Experimental Parasitology, 115: 53-58.

Villar M., Torina A., Nuñez Y., Zivkovic Z., Marina A., Alongi A., Scimeca S., La Barbera G., Caracappa S., Vázquez J., Fuente J. D. L., 2010 – Application of highly sensitive saturation labeling to the analysis of differential protein expression in infected ticks from limited samples. Proteome Science, 8: 43.

Vu Hai V., Pages F., Boulanger N., Audebert S., Parola P., Almeras L., 2013 – Immunoproteomic identification of antigenic salivary biomarkers detected by Ixodes ricinus-exposed rabbit sera. Ticks and Tick-borne Diseases, 4: 459-468.

Walker A. R., Lloyd C. M., 1993 – Experiments on the relationship between feeding of the tick Amblyomma variegatum (Acari: Ixodidae) and dermatophilosis skin disease in sheep. Journal of Medical Entomology, 30: 136-143.

Waxman L., Smith D. E., Arcuri K. E., Vlasuk G. P., 1990 – Tick anticoagulant peptide (TAP) is a novel inhibitor of blood coagulation factor Xa. Science, 248: 593-596.

Weckesser S., Hilger C., Lentz D., Jakob T., 2010 – Anaphylactic reactions to bites of the pigeon tick Argas reflexus. European Journal of Dermatology, 20: 244-245.

Whitman T. J., Richards A. L., Paddock C. D., Tamminga C. L., Sniezek P. J., Jiang J., Byers D. K., Sanders J. W., 2007 – Rickettsia parkeri infection after tick bite, Virginia. Emerging Infectious Diseases, 13: 334.

Wikel S., 1982 – Influence of Dermacentor andersoni infestation on lymphocyte responsiveness to mitogens. Annals of Tropical Medicine and Parasitology, 76: 627-632.

Wikel S., 2013 – Ticks and tick-borne pathogens at the cutaneous interface: host defenses, tick countermeasures, and a suitable environment for pathogen establishment. Frontiers in Microbiology, 4: 337-337.

Wikel S. K., 1999 -Tick modulation of host immunity: an important factor in pathogen transmission. International Journal for Parasitology, 29: 851-859.

Willadsen P., Riding G. a., McKenna R. V., Kemp D. H., Tellam R. L., Nielsen J. N., Lahnstein J., Cobon G. S., Gough J. M., 1989 – Immunologic control of a parasitic arthropod. Identification of a protective antigen from Boophilus microplus. Journal of Immunology, 143: 1346-1351.

Zeidner N., Mbow M. L., Dolan M., Massung R., Baca E., Zeidner N., Mbow M. L., Dolan M., Massung R., Baca E., 1997 – Effects of Ixodes scapularis and Borrelia burgdorferi on modulation of the host immune response: induction of a TH2 cytokine response in Lyme disease-susceptible (C3H / HeJ) mice but not in disease-resistant (BALB/c) mice. Infection and Immunity, 65: 3100-3106.

Zivkovic Z., Torina A., Mitra R., Alongi A., Scimeca S., Kocan K. M., Galindo R. C., Almazán C., Blouin E. F., Villar M., 2010 – Subolesin expression in response to pathogen infection in ticks. BMC Immunology, 11 : 7.

Table des illustrations

Titre Figure 1. Cascade de coagulation avec les deux voies d’activation possibles (3a -Voie intrinsèque et 3b -Voie extrinsèque) suite à une blessure.
Légende Les différents facteurs (FXII, FXI, FX, etc.) impliqués dans les voies vont être activés (FXIIa, FXIa, FXa, etc.) successivement. Les points d’impact des protéines de salive de tiques sont indiqués avec des éclairs ; les protéines identifiées sont en italique.D’après Fontaine et al. (2011).
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/9045/img-1.jpg
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Titre Figure 2. Effet global de la salive sur l’immunité innée et l’immunité acquise.
Légende Les signes (+) indiquent un effet activateur et (-) un effet inhibiteur de la salive de tique.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/9045/img-2.jpg
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Titre Figure 3. Mécanisme général de transmission des pathogènes.
Légende Une poche d’inoculation est produite par les pièces piqueuses de la tique (piqûre telmophage) par dilacération des tissus de l’hôte. Les flèches dans la tique indiquent la migration de l’agent infectieux de l’intestin vers l’hémocoele, puis de l’hémocoele vers les glandes salivaires (d’après Mehlhorn et Armstrong, 2001).
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/9045/img-3.jpg
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Auteurs

9, rue de la Voie Sacrée 55220 Souilly. ejcl.george@gmail.com

Centre National de Référence Borrelia EA 7290 Virulence bactérienne précoce, groupe Borréliose de Lyme, Institut de bactériologie 3, rue Koeberlé 67000 Strasbourg. nboulanger@unistra.fr

© IRD Éditions, 2015

Conditions d’utilisation : http://www.openedition.org/6540

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