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Le projet majeur africain de la Grande Muraille Verte

 | 
Abdoulaye Dia
, 
Robin Duponnois

Partie I. Espèces végétales de la Grande Muraille Verte

Les vitrométhodes dans les stratégies de reboisement pour la Grande Muraille Verte

Mame Ourèye Sy

Résumé

Les stratégies de production des espèces ligneuses reposent sur l’utilisation de méthodes culturales classiques telles que le bouturage horticole, le marcottage ou la germination des semis. Les plantations établies avec des graines non sélectionnées “tout-venant”, conduisent à une hétérogénéité considérable. Dans les pays du Sud, comme ceux du Sahel, où il manque cruellement de vergers à graines sélectionnées, il serait judicieux de recourir à des techniques de culture in vitro simplifiées pour assister les programmes de reboisement. En effet, les potentialités des biotechnologies demeurent sous exploitées dans les pays en développement alors que leurs impacts positifs ont été démontrés dans les pays développés dans plusieurs secteurs comme l’agriculture, l’agroforesterie et l’industrie agroalimentaire.
Les espèces ligneuses forestières sont pour une large part caractérisées par une grande variabilité dans leur vitesse de croissance. Par conséquent, l’identification d’individus performants en vue d’une sélection clonale permettra d’améliorer dans un premier temps la qualité du matériel végétal. À l’issue de cette sélection préliminaire, les arbres-mères qui donnent une descendance-élite seront propagés par des techniques de multiplication plus puissantes comme la micropropagation.
Parmi les stratégies de production de plants destinés à l’établissement de la grande muraille verte, trois différentes techniques de micropropagation en masse sont proposées. Il s’agit du microbouturage ou clonage in vitro, de l’organogénèse directe par néoformation de bourgeons et de l’organogénèse indirecte par embryogénèse somatique. Les avantages et les inconvénients de chacune de ses vitrométhodes sont présentés.

Texte intégral

Introduction

1Les stratégies de production et de multiplication des arbres reposent sur l’utilisation de méthodes culturales classiques qui exploitent le processus de multiplication végétative, mode de propagation très fréquent dans le règne végétal. Ainsi, les horticulteurs ont développé depuis des siècles des techniques artificielles de multiplication végétative comme le bouturage, le greffage et le marcottage. Par ces techniques, ils reproduisent des individus génétiquement identiques à la plante-mère, créant ainsi des populations homogènes. Les graines, issues de la fécondation, sont aussi très utilisées pour la production de plants dans les programmes de reboisement. Si la multiplication végétative est économiquement possible, il est préférable de l’appliquer comparativement à la propagation par voie sexuée car les caractéristiques génétiques des plantes sont mieux conservées (Murashige, 1974). En effet, les plantations établies avec des graines “tout-venant” conduisent à une hétérogénéité considérable de la descendance.

2Depuis quelques décennies, l’introduction des techniques de multiplication végétative in vitro ou vitrométhodes a bouleversé complètement la production végétale. Ces techniques offrent de vastes possibilités pour les études fondamentales et appliquées à la micropropagation d’espèces économiquement importantes ou utiles pour le reboisement de zones atteintes par la désertification. En outre, pour les pays du Sud, comme ceux du Sahel, où l’on manque crucialement de vergers à graines sélectionnées, des techniques in vitro simplifiées permettront aussi de répondre concrètement à la demande lors des campagnes de reboisement.

3En effet, cet outil répond à trois objectifs majeurs :

  • l’amélioration de l’état phytosanitaire des plantes,

  • l’accroissement du taux et de la vitesse de multiplication des arbres-élites,

  • et la propagation végétative d’espèces forestières qui ne se reproduisent pas par cette voie en conditions naturelles.

Méthodes de multiplication

4Dans cette étude, nous proposons trois méthodes de micropropagation en masse des essences forestières. Il s’agit :

  • de la multiplication végétative in vitro ou microbouturage in vitro,

  • de la multiplication par organogenèse directe i.e. la néoformation de bourgeons ou multiplication par bourgeonnement adventif,

  • et, de l’organogenèse indirecte par embryogenèse somatique.

5Les deux premières techniques aboutissent à une production conforme de vitroplants et de plants génétiquement conformes au pied mère choisi tandis que la dernière va donner une production non conforme qui peut induire des instabilités génétiques. Toutefois, ces modifications génomiques peuvent être exploitées en génétique d’amélioration des plantes car elles peuvent générer des caractères intéressants et exploitables sur le plan agronomique ou agroforestier.

6Quelle que soit la technique proposée, les principales étapes de la micropropagation in vitro d’espèces ligneuses comportent une phase en laboratoire, une phase en serre et une phase au champ en conditions naturelles.

Multiplication végétative in vitro ou micropropagation in vitro

Caractéristiques des espèces ligneuses

7Chez les ligneux, la durée de vie de la plante peut être parfois considérable. En effet, la plupart des arbres forestiers sont caractérisés par une grande variabilité dans leur vitesse de croissance. Par conséquent, l’identification d’individus ayant des caractéristiques forestières requises doit se faire par sélection clonale, ce qui permettra d’améliorer dans un premier temps la qualité du matériel végétal. A l’issue de cette sélection clonale préliminaire, les arbres-mères qui donnent une descendance élite, seront propagés par des techniques plus performantes issues de la culture in vitro, comme la micropropagation.

8Le stade de développement est aussi un des aspects les plus importants dans la micropropagation des espèces ligneuses car les sujets adultes perdent progressivement leur aptitude à la propagation végétative du fait de leur vieillissement. Les explants juvéniles ou rajeunis réagissent mieux en culture in vitro que ceux provenant de matériel adulte. En effet, la morphogenèse et la croissance des tissus des explants sont fortement dépendantes du génotype et du statut physiologique de ces explants au moment de leur mise en culture (Duhoux, 1988 ; Duhoux et al., 1995).

9Les autres difficultés rencontrées dans la multiplication in vitro des ligneux tiennent :

  • aux fortes contaminations des explants et à la difficulté d’obtenir une culture axénique

  • à la libération de substances phénoliques dans le milieu de culture,

  • au statut de la plante-mère à savoir son génotype et son état nutritionnel,

  • à la phase d’enracinement qui présente toujours des difficultés chez les ligneux,

  • et enfin, à l’âge ontogénique et physiologique de l’arbre (Walali Loudyi, 1993).

Techniques de multiplication

10Les techniques de multiplication sont analogues à celles appliquées sur les espèces herbacées. Elles consistent à mettre en culture des microboutures, puis à stimuler le débourrement des bourgeons axillaires qui renferme un méristème et à les faire proliférer tout en maintenant l’intégrité génétique des clones. Toutefois, cette technique comporte quelques particularités qui sont des facteurs spécifiques aux espèces ligneuses. Elles concernent la composition du milieu de culture, la phase d’initiation in vitro, l’acquisition de certains caractères juvéniles, résultant d’un rajeunissement progressif au cours de la culture et l’induction de l’enracinement adventif (Walali Loudyi, 1993).

11Les tissus des plantes ligneuses se développent mieux dans des milieux dérivés du milieu de Murashige et Skoog (1962) dont les macro-éléments sont dilués de moitié ou au quart. Pour ce faire, un milieu de culture spécifique aux espèces ligneuses « Woody Plant Medium » a été mis au point par Mc Cown et Lloyd (1981).

12Qu’il s’agisse d’une multiplication végétative par bourgeonnement axillaire ou par bourgeonnement adventif, il existe quatre stades-clés essentiels à respecter durant la phase en laboratoire. Ce sont :

  • Stade 0 : il correspond à la désinfection et à la préparation du matériel végétal à ensemencer in vitro,

  • Stade 1 : il concerne l’établissement de la culture aseptique initiale,

  • Stade 2 : c’est la phase de clonage in vitro ; elle consiste en une multiplication des microboutures ou des bourgeons néoformés. Cette étape de subcultures sera exécutée autant de fois que nécessaire selon le nombre de vitroplants final désiré. Elle peut comporter une sous-étape d’allongement des microboutures selon les espèces.

  • Stade 3 : il équivaut à l’enracinement des vitroplants. Cette phase rhizogène peut se dérouler au laboratoire ou en serre.

13Pour des raisons économiques et étant donné que la phase d’enracinement in vitro constitue l’étape la plus coûteuse et la plus délicate dans un procédé de multiplication. Elle revient à 35 voire 15 % du coût total de la technique, elle est souvent réalisée en même temps que la phase de sevrage sous serre (Deberg et Maene, 1981).

Multiplication par bourgeonnement axillaire

PRINCIPE

14Il s’agit de régénérer dans de brefs délais et de façon accélérée des milliers de plantes entières conformes génétiquement au pied-mère sélectionné et de constituer ainsi une population d’individus tous semblables que l’on appelle clone (Duhoux, 1988). Les fragments d’organes mis en culture sont dénommés explants et sont prélevés directement sur les plantes à propager. Il s’agit d’entrenœuds renfermant un bourgeon axillaire à l’aisselle d’une feuille. Ces explants sont cultivés in vitro dans un milieu synthétique approprié contenant des éléments minéraux essentiels pour leur maintien en survie et des régulateurs de croissance. Les concentrations hormonales déterminent l’expression et l’orientation morphogénétiques. Le repiquage s’effectue sous des conditions aseptiques rigoureuses (cf. Figure 1).

EXPLANTS JUVÉNILES

15Les différentes étapes de la multiplication par débourrement des bourgeons axillaires juvéniles sont schématisées sur la figure 1 (voies 1 et 2).

16Les explants juvéniles sont constitués par des boutures mononodales portant un bourgeon axillaire ou des apex terminaux de tiges de jeunes plantes sélectionnées (1.1) ou par des bourgeons cotylédonaires (1.2) issus de semis de graines que l’on met en culture. Le bourgeon se développe en une tige feuillée par réactivation et croissance du méristème caulinaire qu’il renferme car l’explant n’est plus soumis à l’influence des corrélations physiologiques inhibitrices de la plante. La réactivation et le développement du méristème sont induits par une phytohormone de nature cytokininique à faible concentration (1.1) qui est incorporée dans le milieu nutritif approprié.

17La tige feuillée néoformée peut être fragmentée en microboutures mononodales constituées d’entrenœuds. Les entrenœuds sont transférés aseptiquement et individuellement dans le même milieu de culture neuf. Ils redonnent au bout de 3 à 4semaines d’incubation autant de nouvelles tiges feuillées dont chaque entrenœud forme potentiellement un nouvel explant. Ce cycle de multiplication peut être répété autant de fois que nécessaire.

18Si l’explant initial est ensemencé dans un milieu plus riche en cytokinines, le méristème caulinaire se transforme en une tige feuillée qui se ramifie intensément pour donner des rameaux secondaires voire tertiaires (1.2). Les touffes de bourgeons sont isolées et découpées puis la phase de multiplication intensive est effectuée à ce stade. Dès que le taux de multiplication voulu est atteint, on procède à l’enracinement des tiges feuillées par transfert sur un milieu enrichi ou non en une hormone rhizogène, en l’occurrence de l’auxine. Par la suite, les vitroplants enracinés sont acclimatés en serre ou en pépinière où ils évoluent en plantes normales.

19NB : Dans le cas d’explant juvénile, il est possible d’obtenir une tige feuillée qui porte en moyenne 4 entrenœuds en 4 semaines. Ceci résulte d’un taux de multiplication égal à 4. A titre d’exemple, si la culture est initiée à partir d’une tigelle à 4 noeuds le 1er janvier, 12 mois plus tard (soit le 31 décembre) on pourra obtenir une progression géométrique de l’ordre de 412. Ce facteur exponentiel correspond à une production de 16 777 216 vitroplants.

20Cette vitrométhode a été appliquée avec succès sur des espèces ligneuses tropicales en partant de noeuds prélevés sur de jeunes plants immobilisés en serre comme Anacardium occidentale L. (Sy, 1990) et des acacias sahéliens (Borgel et al., 1998) ou en utilisant des bourgeons cotylédonaires de semis de graines d’Eucalyptus camaldulensis Dehnh. (Diallo & Duhoux, 1984), d’Acacia albida Del. (Duhoux et Davis, 1985) et d’Acacia mangium Willd. (Galiana et al., 1991).

21L’intérêt du microbouturage in vitro est que cette technique accélère in vitro le fonctionnement normal des méristèmes des bourgeons préformés sur les plantes (Gaspar, 1988).

EXPLANTS PRÉLEVÉS SUR DES ARBRES ÂGÉS

Multiplication à partir d’explants juvéniles

22La multiplication des arbres âgés présente des difficultés liées à la reprise de croissance des organes et à leur port souvent plagiotrope. Afin d’éviter ces obstacles, on procède au “rajeunissement” de l’individu-élite sélectionné ou bien on recherche sur l’arbre âgé, des organes encore jeunes ou l’on utilise des rejets. Une telle méthode a été utilisée au Sénégal pour micropropager in vitro des pieds âgés de Casuarina equisetifolia L. La technique consiste à collecter des inflorescences femelles immatures prélevées 3 semaines au plus tard avant l’épanouissement des fleurs de C. equisetifolia et à les introduire dans un milieu nutritif approprié (Duhoux et al., 1986).

Multiplication à partir d’explants rejuvénilisés

23Le rajeunissement du matériel végétal est recherché avant l’introduction in vitro car les explants jeunes ou juvénilisés s’organisent mieux en culture in vitro que ceux provenant de matériel adulte. Par conséquent, le choix de l’explant sur un arbre adulte doit porter sur la partie de la plante qui a subi un rajeunissement. Celle-ci peut être naturelle (rejets émis à la base du tronc) ou provoquée artificiellement par recépage du tronc, par microgreffage en cascade in vitro sur des semis (cf. figures 1.3 et 2) ou par applications de régulateurs de croissance.

24Le microgreffage in vitro de la plupart des espèces ligneuses forestières est inspiré de la technique mise au point par Murashige et al. (1972) et Navarro et al. (1975) sur des Citrus L. Il permet de reconstituer des clones à partir de plantes âgées virosées ou inaptes au bouturage à cause des difficultés d’enracinement (Monteuuis, 1989). Le microgreffage d’apex de tige provenant de sujets âgés sur des porte-greffes juvéniles a permis le rajeunissement physiologique de diverses espèces en facilitant leur enracinement et leur clonage in vitro. Parmi ces espèces citons Persea americana Mill. (Murashige, 1978), Eucalyptus camaldulensis (Francklet, 1979 ; 1981), Citrus reticulata Blanco. (Huang et al., 1992a), Sequoia sempervirens Endl. (Huang et al., 1992b), Sequoia gigantum Bucholz. (Monteuuis & Bon, 1989), Acacia tortilis (Forssk.) Hayne (Detrez, 1994) et Zizyphus mauritiana Lam. var. Gola (Touré, 2001).

25La technique consiste à insérer les greffons, issus de la cime de l’arbre âgé, sur des porte-greffes juvéniles élevés en Motte Milcap in vitro. Le greffon formé par un apex est tailladé à sa base en biseau et introduit dans la fente du porte-greffe que l’on a décapité au départ sous les cotylédons. Après débourrement et élongation des greffons, certains sont transférés sur un milieu d’enracinement puis acclimatés en serre pour l’endurcissement et l’appréciation des caractéristiques juvéniles (vigueur, port orthotrope, aptitude au bouturage, aptitude à l’enracinement, croissance, etc.).

26Cette opération de microgreffage en cascade in vitro est répétée autant de fois que nécessaire i. e. jusqu’à la rejuvénilisation du clone. Dès que les plants microgreffés présentent des caractères juvéniles, on procède à la phase intensive de microbouturage in vitro (Danthu et al., 2000).

27L’accroissement du taux de multiplication suite à plusieurs cycles de subculture dans des milieux riches en cytokinines induit aussi des caractères juvéniles qui peuvent être une réponse à la culture in vitro.

Multiplication par organogenèse directe : bourgeonnement adventif

PRINCIPE

28Cette technique de micropropagation permet d’obtenir des bourgeons et pousses adventifs directement sur les tissus des explants blessés et mis en culture sans passer par une phase de callogénèse. Les bourgeons néoformés se forment à partir des cellules épidermiques, sous-épidermiques ou des cellules du système vasculaire (Boxus et al., 1995).

29La multiplication par bourgeonnement adventif est très utilisée pour la propagation d’espèces ornementales comme le Saintpaulia Wendl. ou le Ficus lyrata Warb. mais aussi pour la production d’essences forestières d’intérêt (Boxus et al., 1995). Ainsi, le manque de semences sélectionnées de Pinus radiata D. Don en Nouvelle Zélande a conduit à la production par néoformation de bourgeons de milliers de plantes. L’application de cette technique a permis d’obtenir 50 à 1 000 vitroplants à partir d’une graine sélectionnée en 20-25 semaines. En 17 mois, Smith et al., (1980) ont obtenu 80 % de plantes enracinées prêtes à être transférées au champ.

ETAPES DE LA TECHNIQUE

30Les principales étapes sont schématisées sur la figure 1, voie 4.

31La culture peut être initiée à partir de n’importe quel type de fragment d’organe (feuille, tige, racine, etc.) ou même à partir de cellules isolées. Partant d’un milieu nutritif enrichi en cytokinine, des bourgeons apparaissent à la surface des explants au bout de quelques semaines d’incubation. Ces bourgeons néoformés peuvent se développer en une tige feuillée sur le même milieu ou être transférés sur un milieu d’allongement. Le cycle de microbouturage in vitro peut être entrepris à ce niveau et donner ultérieurement des plantes enracinées prêtes à être sevrées en serre.

Multiplication végétative par embryogenèse somatique

32Cette technique nécessite une étape initiale qui consiste en la production de cellules indifférenciées i. e. la formation d’un cal pouvant présenter un danger d’instabilité génétique. Aussi, l’embryogenèse somatique est-elle limitée aux espèces possédant un génome très stable et aux espèces pour lesquelles la reproduction conforme n’est pas toujours exigée. C’est le cas des plantes forestières.

PRINCIPE

33L’embryogenèse somatique désigne l’ensemble des événements provoqués in vitro et conduisant à la formation d’un embryon à partir de cellule somatique ou germinale sans passer par la fusion gamétique i.e. la fécondation. En conséquence, les embryons formés sont issus d’une embryogenèse asexuée (Monnier, 1995). Ce procédé permet d’obtenir des clones d’embryons à partir d’un génotype et de régénérer des plantes à partir de ceux-ci (Paques & Bercetche, 1995).

ETAPES DE LA TECHNIQUE

34La procédure peut être décomposée en 5 phases principales : l’induction d’embryons à partir d’un génotype sélectionné, la multiplication, la maturation, la germination des embyons en plantules et leur conversion en plantes normales.

35Les principales étapes de l’embryogenèse sont résumées sur la figure 3.

36À partir d’un fragment d’organe quelconque (feuille, tige, tissu, cellules isolées, etc.) qui constitue l’explant (3.1), on induit la callogénèse (3.2). Le cal est une structure indifférenciée qui se forme sur l’explant (tissu différencié) suite à un choc initiateur provoqué par la présence d’une auxine forte mutagène dans le milieu de culture. Pour ce faire, on incorpore généralement du 2, 4-D dans le milieu nutritif mais d’autres types d’auxine peuvent aussi être employés. Le cal primaire est isolé et maintenu en subculture dans le même milieu (3.3) afin qu’il se développe. Dès que des structures globulaires qui évoquent des amas pro-embryogènes apparaissent sur le cal (3.4), celui-ci est dissocié pour être ensemencé en milieu liquide. Il constitue le milieu d’expression ou de multiplication, il est généralement pourvu de très peu ou dépourvu d’auxine. L’hormone est substituée par une cytokinine. Le cal se multiplie (3.4a) et constitue un tissu embryogène. Ce dernier forme une suspension cellulaire maintenue en agitation orbitale (3.5). Les embryons somatiques ont un développement plus synchrone en milieu liquide. Il est aussi possible de retransférer la suspension cellulaire en milieu solide (3.4b) où elle redonnera un cal.

37Sous certaines conditions, les suspensions cellulaires s’organisent en structures bipolaires qui sont des embryons somatiques (3.6). Ils possèdent un méristème caulinaire et un méristème radiculaire analogues à ceux d’un embryon zygotique.

38À ce stade, les embryons somatiques peuvent être enrobés, sans altérer leur viabilité, dans un gel d’alginate de sodium contenant les éléments nutritifs essentiels à leur germination ultérieure et être encapsulés dans un film de résine en polyox qui les protège contre la dessication. On peut les conserver ainsi sous forme de semences artificielles (3.6a) (Kitto & Janick, 1985). La cryoconservation de ces semences dans de l’azote liquide est envisageable en appliquant le procédé mis au point par Derreudre et al., 1990. Telle a été la méthode développée pour sauvegarder des embryons somatiques de palmier à huile issus de têtes de clones d’arbres-élites (Engelmann et al., 1984 ; 1985).

39Le transfert des embryons somatiques dans un milieu de culture approprié va permettre l’achèvement de leur maturation et de leur germination (3.7). Ils se présentent souvent sous forme d’embryons somatiques cotylédonaires, qui repiqués sur le milieu dépourvu d’hormone ou enrichi en charbon actif, vont développer une racine pivotante qui prolonge l’hypocotyle. Ils pourront par la suite assurer leur conversion en plantes enracinées (3.8) qui seront acclimatées en serre pour leur développement en plantes normales (3.9).

40L’embryogenèse somatique est une alternative intéressante pour la propagation des espèces forestières surtout si le système peut être automatisé par culture en bio-réacteur (Pétiard et al., 1993). Ce mode de propagation très efficient a permis la multiplication végétative et la diffusion d’espèces agronomiques à haut intérêt commercial mais qui ne présentent aucun rejet au cours de leur cycle végétatif ; autrement dit, elles ne possèdent qu’un méristème terminal. C’est le cas du palmier-dattier (Tisserat et al., 1979), du palmier à huile (Rabéchault & Martin, 1976 ; Durand-Gasselin et al., 1991) et du cocotier (Verdeil et al., 1992 ; 1994). Cette technique a aussi été appliquée pour la régénération d’espèces qui présentent un taux d’hétérosis élevé dans leur descendance. Citons des espèces telles que le manguier (Litz, 1984b), l’anacardier (Sy et al., 1991), le caféier (Sondahl et al., 1984) et le cacaoyer (Pence et al., 1980).

41Dans le but d’évaluer le potentiel fixateur d’azote et d’améliorer génétiquement le complexe acacia dans les systèmes agroforestiers contrastés de la zone sahélienne, cette technique de régénération par embryogénèse somatique a aussi été appliquée avec succès chez Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi.) Brenan chez Acacia nilotica (L.) Del. subsp. tomentosa Willd. et chez Acacia nilotica subsp. Adstringens A. Cunn. (Borgel et al., 1993 ; Sané, 1998 ; Sané et al., 2000).

Phase d’acclimatation : phase en serre

Définition

42On appelle acclimatation ou sevrage, la phase de croissance qui succède aux conditions in vitro. C’est une phase durant laquelle les vitroplants subissent un stress hydrique puisque vivant au préalable en atmosphère confiné. Ils peuvent souffrir d’un stress pathologique puisqu’ils vivaient en conditions aseptiques et ils vont subir également un stress physiologique puisqu’ils étaient élevés sur des milieux riches en sucres dans lesquels ils n’effectuaient pas ou peu de photosynthèse (Boxus et al., 1995).

43La réussite de la culture in vitro pour une propagation massive dépend de la capacité de gestion à grande échelle des plantes en serre pendant leur période d’adaptation, avec un taux élevé de reprise, et à faible coût. En effet, l’aptitude des plantes in vitro à survivre pendant la période de transition peut être un facteur limitant de l’efficience de la méthode.

Caractéristiques des plantes propagées in vitro

44Les plantes cultivées in vitro diffèrent des plantes propagées conventionnellement car elles ont été élevées dans un environnement où tous les paramètres étaient contrôlés. En effet, suite aux conditions de confinement créées in vitro, les vitroplants présentent de profondes modifications morphologiques, anatomiques et physiologiques. Ces dernières sont essentiellement dues aux conditions de croissance en milieu saturé d’eau (Capellades et al., 1990).

45Les modifications principales résident dans la morphologie et l’anatomie des feuilles des vitroplants ainsi que dans leur système racinaire. En effet, les feuilles des vitroplants sont peu recouvertes de cire au niveau de leur épiderme, ce qui les rend plus sensibles à la déshydratation (Grout & Aston, 1977a et b). Les feuilles des vitroplants sont minces et ressemblent en général à des feuilles d’ombre ; elles sont constituées d’une seule couche de cellules palissadiques qui aménagent entre elles de grands interstices et qui contiennent peu de chloroplastes (Wetzstein & Sommer, 1982 ; 1983). Elles possèdent aussi peu de stomates (Brainerd et al., 1981). En conséquence, les plantes sont très sensibles en une perte en eau.

46Les racines qui se développent dans l’agar sont dépourvues de poils absorbants et sont peu ramifiées, il est donc nécessaire de stimuler leur conversion en racines fonctionnelles pourvues de poils absorbants indispensables à l’absorption des substances minérales du sol. Dans cette perspective, Gianinazzi et al. (1989) préconisent une inoculation des vitroplants avec des champignons mycorhiziens à arbuscules pendant la phase d’acclimatation. Ces micro-organismes, du fait de l’association symbiotique qu’ils réalisent avec les plantes, assurent une meilleure nutrition hydrominérale des plantes dans le sol. Ces dernières deviennent plus résistantes au choc de transplantation et aux maladies des racines. L’endomycorhization se traduit aussi par une forte augmentation de la croissance des rameaux et du poids de matières fraîches aérienne et racinaire.

Conditions d’acclimatation

47Les conditions de sevrage des vitroplants peuvent se résumer en 4 facteurs essentiels évoqués ci-dessous.

PRÉCONDITIONNEMENT AU REPIQUAGE

48La sortie des récipients de culture contenant les vitroplants dans la serre est préconisée quelques jours avant le repiquage afin de pré-adapter les plantes aux conditions physiques qui y prévalent. Il est toutefois nécessaire d’ôter les couvercles afin d’éviter un double effet de serre (Carreto, 1992). Dans les pays tropicaux, le sevrage est souvent réalisé sous ombrière du fait des fortes températures. Il est aussi nécessaire de maintenir un degré hygrométrique relativement élevé i. e. proche de la saturation pour prévenir tout risque de dessication des feuilles. Les résidus du milieu de culture sont aussi éliminés par simple lavage à l’eau courante et sont éventuellement substitués par une solution nutritive diluée pour empêcher une contamination microbienne importante du système racinaire (Takakori et al., 1968).

SUBSTRATS D’ACCLIMATATION

49Le substrat choisi dépend de l’espèce à acclimater. On utilise généralement des substrats équivalents aux substrats conventionnels mais la qualité et la stérilisation de celui-ci sont des paramètres importants. La plupart des espèces ligneuses se développent bien sur un substrat qui assure un bon drainage et qui a une bonne porosité. Il doit aussi être bien aéré et avoir un pH pas trop élevé. Il est aussi possible d’employer des substrats artificiels du type polyuréthane, laine de roche, etc. (Brochard, 1991). L’arrosage des vitroplants avec une solution qui contient les sels organiques du milieu de culture originel est aussi préconisé mais certaines espèces peuvent préférer des solutions nutritives spécifiques.

Prévention des maladies

50Les plantes issues de culture in vitro sont très sensibles aux attaques des micro-organismes pathogènes puisqu’ayant été élevées dans un environnement aseptique. Par conséquent, la stérilisation du substrat quelques semaines avant la transplantation est une condition sine qua none à la survie des vitroplants. On emploie aussi fréquemment des fongicides pour prévenir l’attaque de champignons pendant le processus d’adaptation. Les fongicides peuvent être pulvérisés directement sur les plantes, mélangés au substrat ou appliqués en alternance avec la solution d’arrosage.

Contrôle des paramètres physiques

51Trois paramètres physiques doivent être strictement maîtrisés ; il s’agit de l’humidité, de la température et de la lumière.

HUMIDITÉ

52Durant la phase de préadaptation, les vitroplants peuvent être maintenus à « l’étouffée » sous un film plastique à cause de leurs conditions anatomiques et physiologiques. Mais, le volume de la bâche plastique doit être bien proportionné au volume du substrat pour éviter tout engorgement et asphyxie du système racinaire (Boxus et al., 1995). Le maintien d’une humidité relative supérieure à 90 % est obligatoire pendant les 15 à 21 jours qui succèdent au repiquage.

53Une nébulisation qui assure une micro-aspersion intermittente contrôlable par une minuterie peut aussi être effectuée après la phase de préconditionnement. En période estivale, 1’application d’anti-transpirants ou de cires du type Acropol à 1 % peut contribuer efficacement à diminuer le flétrissement des feuilles (Mc Comb & Newton, 1981).

TEMPÉRATURE

54La majorité des espèces ligneuses tropicales se développe mieux à des températures comprises entre 25 °C et 28 °C ; les mêmes conditions thermiques sont requises durant la période de sevrage. En général, un thermostat est utilisé pour maintenir et vérifier la stabilité de ce facteur car les fluctuations thermiques ont une incidence négative sur la croissance des plantes. Celle-ci se ferait de façon irrégulière.

LUMIÈRE

55Au début de la période d’adaptation aux conditions ex vitro, il est nécessaire de maintenir une faible intensité lumineuse car les feuilles des vitroplants ont des caractéristiques de feuilles d’ombre. Pour ce faire, les plantes sont souvent protégées par un filet à maille pour créer un ombrage. La photopériode doit aussi être identique à celle adoptée durant la phase en laboratoire et elle doit être maintenue pendant toute l’acclimatation.

56En définitive, pour réussir une phase d’acclimatation, il faut garder les vitroplants « pieds au chaud et têtes au froid » (Boxus et al., 1995).

Phase au champ

57Après une phase d’acclimatation en serre qui peut durer 2 à 3 mois selon l’espèce, les plantes sont transférées au champ ou en conditions naturelles. Dans la mesure où les plantes sont prêtes à passer dans un écosystème naturel, elles peuvent servir au reboisement des zones éco-géographiques ciblées.

Avantages et inconvénients de la multiplication végétative in vitro

Avantages

58La micropropagation ou multiplication végétative par culture in vitro présente plusieurs avantages sur les méthodes conventionnelles de propagation que nous avons répertoriées sur la figure 4.

59Tout d’abord, cette technique permet la production massive de copies conformes d’individus-élites en un délai court comparativement au cycle de développement des espèces ligneuses forestières. L’efficience de la méthode réside dans l’augmentation à l’infini du nombre de plantes génétiquement identiques, copiées à partir d’un seul plant mère et qui sont des plants de qualité. Cette possibilité est offerte par le microbouturage in vitro (4.1). Elle a rendu possible le clonage, là où il n’existait pas. En effet, il est envisageable de multiplier in vitro des espèces récalcitrantes aux techniques horticoles classiques (bouturage, greffage, etc.) ou chez lesquelles les semences sont rares et/ou germent mal (4.2).

60La production de copies non conformes par embryogenèse somatique permet d’appliquer des pressions de sélection dans le milieu de culture et de régénérer des variants somaclonaux adaptés à des conditions de stress telles que la salinité ou la sécheresse (4.3).

61La production massive de plants nécessite peu d’espace à cause de la miniaturisation du système et peut être programmée indépendamment des saisons puisque tous les paramètres physiques sont maîtrisables en module de culture (4.4).

62La qualité phytosanitaire des plantes reproduites in vitro est généralement supérieure à celle des plantes obtenues à partir de techniques traditionnelles pour plusieurs raisons (4.5) :

  • des exemplaires conformes aux individus-élites soigneusement choisis sont uniquement reproduits,

  • tout vitroplant contaminé est automatiquement éliminé car des sélections successives sont opérées au cours de la production in vitro.

  • la culture en milieu aseptique fournit des individus vigoureux et plus résistants aux infections diverses et aux conditions climatiques défavorables,

  • le clone introduit est automatiquement assaini i. e. débarrassé des viroses et des bactérioses si la culture est initiée à partir de méristèmes.

63Le coût de revient des plantes micropropagées est faible pour diverses raisons (4.6) :

  • le grand nombre de plantes produites par rapport à l’unité de surface et au coût des matières premières utilisées, par exemple le milieu de culture, amortit le prix de revient,

  • l’application de la technique ne nécessite pas une main-d’œuvre spécialisée et coûteuse. En effet, l’apprentissage et l’assimilation de la technique de bouturage in vitro peut se faire en quelques jours de formation.

64Si l’on produit des embryons somatiques, il est possible de les conserver sous forme de semences artificielles réutilisables à la demande (4.7).

65L’autre avantage indirect est que l’on peut conserver du matériel génétique in vitro sur un espace réduit plutôt qu’en serre (4.8). Ex. banques d’espèces ou de variétés en voie d’extinction conservées pendant plusieurs années (Boxus et al., 1995).

Inconvénients

66L’utilisation de ces techniques pour la production massive de plants présente aussi des inconvénients que nous avons résumés sur la figure 5.

67Au niveau phytosanitaire, on connaît les risques de monoclonie (5.1) si la production massive de plants est initiée à partir d’un seul clone. En effet, les copies conformes ayant le même pool génétique peuvent être rapidement attaquées et la production décimée en un temps record lorsque les plants sont transférés en conditions naturelles (ex. : attaques foudroyantes de Marsonina brunea sur certains clones de Peuplier). C’est pourquoi les généticiens forestiers préconisent l’emploi et l’introduction d’un grand nombre de clones dans les cas de multiplication végétative conforme (Boxus et al., 1995). Aussi, la notion de variété multiclonale a-t-elle été introduite.

68Dans ces conditions, eu égard au danger que représente la monoclonie, il est impératif pour les essences forestières de pratiquer une multiplication polyclonale in vitro (5.2). Cela permet de conserver une certaine variabilité dans les plantations et de prévenir une perte importante de plants en cas d’épidémie.

69La plupart des individus-élites forestiers sont des sujets âgés qui ne possèdent pratiquement plus de parties juvéniles ou qui ne donnent pas de rejets de souches. Dès lors, il est obligatoire de procéder au rajeunissement in vitro de l’espèce (5.3). La rejuvénilisation peut durer quelque temps, ce qui rallonge le délai d’obtention des vitroplants.

70La phase d’acclimatation est l’un des facteurs limitants de la culture in vitro. Au cours de cette étape de sevrage en serre, le taux de mortalité des plantes issues de conditions in vitro peut être élevé, de l’ordre de 10 à 30 % ce qui représente une perte notable et non négligeable. Sauf si l’on dispose d’une serre adéquate où tous les paramètres physiques sont parfaitement contrôlés et que l’on ait une capacité de gestion pour une production à grande échelle (5.4).

71La production de plants par embryogenèse somatique induit immanquablement une variation somaclonale (5.5) à cause de l’emploi de régulateur de croissance mutagène. Le nombre de variants somaclonaux ne doit guère dépasser 2 à 5 % de la production si l’on maîtrise le procédé. Autrement, l’utilisation de cette technique devient coûteuse et inintéressante pour une production en masse. De plus, le risque d’instabilité génétique des plantes (5.6) peut être masqué si les anomalies génétiques ne s’expriment qu’au stade adulte. Ainsi, chez le palmier à huile (Elaeis guineensis Jacq.), du fait de la floraison tardive de l’espèce (18 mois à 2 ans après transfert au champ), les anomalies du système de reproduction n’ont pu être décelées que tardivement (Corley et al., 1986 ; Duval et al., 1988). Les anomalies ont conduit à la formation de fruits anormaux ou à la stérilité partielle ou complète des arbres.

Conclusion

72Tous ces procédés de multiplication ont été développés pour les essences forestières du type Casuarina, Palmier à huile, Palmier-dattier, Hévéa, Maurea crassifolia, etc., les espèces ornementales arborescentes et arbustives (Ficus sp). La méthode de prolifération par bourgeonnement axillaire est la plus généralisée comparativement au bourgeonnement adventif et à l’embryogenèse somatique.

73La supériorité du clonage sur la voie sexuée réside dans le fait de multiplier des individus sans modifier en quoi que ce soit les caractéristiques génétiques de la tête de clone originelle. Cette production de masse concerne aussi les porte-greffes (ex. Citrus).

74Les sujets élites de certaines essences forestières sont aussi multipliés de cette manière quand les problèmes de rajeunissement sont surmontés (ex. Zizyphus Tourn. ex L.). De plus, l’acquisition de la vigueur et le retard d’entrée en production de certaines espèces multipliées in vitro, conséquence de la juvénilisation, sont des caractères intéressants à exploiter pour la multiplication en pépinière et pour la biomasse des essences forestières. Dans le cas particulier de l’Eucalyptus, des sujets élites multipliés in vitro ont présenté une grande uniformité et un taux de croissance 3 fois supérieur à celui des plants issus de semis (Gupta & Mascarhenas, 1987).

75Le rajeunissement in vitro a eu aussi pour effet une plus grande facilité d’enracinement pour des sujets difficiles à multiplier en pépinière. Par ailleurs, 1’hétérozygotie dominante chez les espèces ligneuses rend la manipulation sexuée hasardeuse et longue. Aussi, les régénérations de clones à partir de cals constituent des voies de recherche de variants possédant des qualités intéressantes comme l’adaptation à des conditions de stress telle que la sécheresse (Walali Loudyi, 1993).

76En juin 1989, un symposium organisé conjointement par la C.E.E. et la FAO au Luxembourg, soulignait l’indispensable nécessité des pays en voie de développement de disposer au plus tôt de technologies de micropropagation nécessaires au développement de leur agriculture et de leur programme de reboisement (Boxus, 1995).

77Le schéma d’intégration et récapitulatif des techniques de clonage in vitro dans un programme d’amélioration génétique des arbres forestiers (Cheliak & Rogers, 1990) montre que les vitrométhodes peuvent être appliquées à quatre niveaux différents au cours de cette procédure (figure 6).

78Toutefois, il est nécessaire de mettre des gardes fous au cours d’une multiplication in vitro intensive. En effet, il est préférable de limiter le nombre de multiplication pour ne pas affaiblir la vigueur des plants. Il faut renouveler à intervalles réguliers le nombre de souches d’origine. Il est également impératif de contrôler régulièrement les plants après acclimatation pour limiter et éliminer les variations somaclonales indésirables.

Figure 1

Figure 1

Principales étapes de la multiplication végétative in vitro appliquées aux essences forestières ligneuses
– Multiplication par bourgeonnement axillaire
Voie 1 : expIant juvénile constitué par une bouture mononodale renfermant un méristème en attente
Voie 2 : expIant juvénile constitué par des bourgeons cotylédonaires issus d’une germination de graine
Voie 3 : expIant constitué d’apex prélevé sur arbre mature et rejuvénilisé par microgreffage en cascade in vitro.
– Multiplication par bourgeonnement adventif : organogenèse directe
Voie 4 : expIant constitué par un fragment d’organe quelconque (exemple : un explant foliaire)

Figure 2

Figure 2

Schéma de la technique de rajeunissement ou de juvénilisation d’explants âgés par microgreffage en cascade in vitro (d’après Murashige et al)

Figure 3

Figure 3

Multiplication végétative in vitro par organogenèse indirecte : embryogenèse somatique

Figure 5

Figure 5

Figure 4. Principaux avantages de la multiplication végétative in vitro

Principaux inconvénients de la multiplication végétative in vitro

Figure 6

Figure 6

Schéma d’intégration des techniques de clonages in vitro dans un programme d’amélioration génétique des arbres (d’après Cheliak & Rogers, 1990)

Bibliographie

Borgel A., Brizard J.P., Aberlenc F., Huet C. and Hamon S. (1993) – Obtention de cals embryogènes et d’embryons somatiques d’acacias sahéliens : études histologiques comparées avec l’embryogenèse zygotique. “L’embryogenèse somatique : approches cellulaires et moléculaires”. XIIème colloque de la section française de l’IAPTC, Montpellier, France : p 48.

Borgel A., Sané D., Kparé Y., Diouf M. et Chevalier M.H. (1998) – Culture in vitro d’acacias sahéliens : aspects du microbouturage et de l’embryogénèse somatique. In : L’Acacia au Sénégal. Colloques & Séminaires de l’ORSTOM (eds.), Actes de la réunion thématique sur l’Acacia au Sénégal, 3-5 décembre 1996, Dakar, Sénégal : 157-272.

Boxus P. (1995) – Introduction à la multiplication végétative : Micropropagation et Embryogenèse somatique. In : Biotechnologies végétales. Demarly Y. & E. Picard (eds.). UNISAT, CNED/AUPELF-UREF, BV 93, Fascicule U : p. 11.

Boxus P., Jemmali A. et Piéron S. (1995) – Multiplication végétative : La Micropropagation. Chapitre X. Stade II : Multiplication par organogenèse ou néoformation de bourgeons. In : Biotechnologies végétales. Demarly Y. & E. Picard (eds.). UNISA T, CNED/AUPELF-UREF. BV 93. Fascicule U : 63-78

Brainerd K.E., Fuchigami L.H., Kwiatkowski S. and Clark C.S. (1981) – Leaf anatomy and water stress of aseptically cultured “Pixy” plum grown under different conditions. Hort. Science 16: 173-175.

Brochard P. (1991) – Use of artificial substrates for in vitro propagation. In: Biotechnology in agriculture and forestry. vol. 17. High-tech and micropropagation I. Bajaj Y.P.S. (ed.), Springer-Verlag, Berlin: 270-284.

Capellades M., Fontarnau R., Carulla C. and Debergh P. (1990) – Environment inf1uences anatomy of stomata and epidermal cells in tissue-cultured of Rosa multiflora. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 115 : 141-145.

Carreto L.G. (1992) – Manipulation des plantes en serre. In : Fondements théoriques et pratiques de la culture des tissus végétaux. Etude FAO, Production végétale et protection des plantes. Rosell C.H. & V.H. Villalobos (eds.), 105.: 121-126

Cheliak W. M. and Rogers D.L. (1990) – Integrating biotechnology into tree improvement programs. Can J. For. Res. 20: 452-463.

Corley R.H.V., Lee C.H., Law L.H. and Jones L.H. (1986) – Abnormal flower development in oïl palm clones. Oil Palm News 22 : 2-8.

Danthu P., Hane B., Touré M., Sagna P., Bâ S., De Troyer M.A. et Solviev P. (2000) – Microgreffage de quatre espèces ligneuses sahéliennes (Acacia senegal, Faidherbia albida, Tamarindus indica et Zizyphus mauritiana) en vue de leur rajeunissement. Tropicultura (soumis).

Deberg P.C. and Maene L.J. (1981) – A scheme for commercial propagation of ornemental plants by tissue culture. Sci. Hortic. 14: 335-345.

Detrez C. (1994) – Shoot production through cutting culture and micrografting from mature tree explants in Acacia tortilis (Forsk.) Hayne subsp. raddiana (Savi.) Brenan. Agroforest. Svst. 25: 171-179.

Derreudre J., Scottez C., Arnaud Y. and Duron M. (1990) – Effects of cold hardening on cryopreservation of axillary pear (Pyrus communis L. CV Beurre Hardy) shoot tips of in vitro plantlets.
Biotechnologies 310 : 265-272.

Diallo N. et Duhoux E. (1984) – Organogenèse et multiplication in vitro chez l’Eucalyptus camaldulensis.
J. Plant Phvsiol.
115 : 177-182.

Duhoux E. (1988) – Organogenèse et multiplication végétative chez les arbres. chapitre V. In : Cultures de cellules, tissus et organes végétaux. Fondements théoriques et pratiques. Zryd J.P. (ed.). Presses Polytechniques Romandes, Lausanne, Suisse : 59-66.

Duhoux E. et Davis D. (1985) – Caulogénèse à partir des bourgeons cotylédonaires d ‘Acacia albida et influence du saccharose sur la rhizogénèse. J. Plant Physiol. 121 : 175-180.

Duhoux E., Sougoufara B. and Dommergues Y. (1986) – Propagation of Casuarina equisetifolia through axillary buds of immature female inflorescences cultured in vitro. Plant Cell Rep. 3 : 161-164.

Duhoux E., Franche C. and Galiana A. (1995) – Amélioration des arbres fixateurs d’azote par les Biotechnologies végétales. Chapitre II. In : Biotechnologies végétales. Intégration chez les plantes tropicales 1. Demarly Y. & E. Picard (eds.). UNISA, CNED/AUPELF-UREF, BV 9C. Fascicule U : 27-44.

Durand-Gasselin T., Le Guen V., Konan K. and Duval Y. (1991) – Oil palm (Elaeis guinnensis Jacq.) plantations in Côte d’Ivoire obtained through in vitro culture. First results. Oléagineux 45 : 1-11.

Duval Y., Durand-Gasselin T., Konan K. et Pannetier C. (1988) – Multiplication végétative du palmier à huile par culture in vitro. Stratégies et résultats. Oléagineux 43 (2) : 39-44.

Engelmann F., Duval Y. and Derreudre J. (1984) – First successful cryopreservation of oil palm somatic embryos. Proc. 41st Conf. Plant tissue cult. and Agric. appl., Nottingham, U.K: p. 96.

Engelmann F., Duval Y. and Derreudre j. (1985) – Survie et prolifération d’embryons somatiques de palmier à huile (Elaeis guineensis Jacq.) après congélation dans l’azote liquide. C. R. Ac. Sci. Paris 301, série III : 111-116.

Francklet A. (1979) – Rajeunissement des arbres adultes en vue de leur propagation végétative. In : Micropropagation des arbres forestiers. Annales Afocel, Etudes et Recherches : 2-18.

Francklet A. (1981) – Rajeunissement et micropropagation des ligneux. In : Colloque international sur la culture in vitro des essences forestières. IUFRO, Afocel : 55-65.

Gaspar T. (1988) – Multiplication végétative des plantes supérieures par culture in vitro. Chapitre III. In : Cultures de cellules, tissus et organes végétaux. Fondements théoriques et pratiques. Zryd J.P. (ed.). Presses Polytechniques Romandes, Lausanne, Suisse : 31-49.

Galiana A., Tibok A. and Duhoux E. (1991a) – In vitro propagation of the nitrogen-fixing tree-Iegume Acacia mangium Willd. Plant Soil 135: 151-159.

Gianinazzi S., Gianinazzi.Pearson V. and Trouvelot A. (1989) – Potentialities and procedures for the use of endornycorrhizas with special ernphasis and high values crops. In: Biotechnology of fungi for irnproving plant growth. Whipps J.M. & R.D. Lurndsen (eds.), Cambridge University Press, Cambridge, United Kingdorn: 41-45.

Grout B. W.W. and Aston M. J. (1977a) – Transplanting of cauliflower plants regenerated from meristem culture. I: Water loss and water transfer related to changes in leaf wax and to xylem regeneration. Hort. Res. 17: 1-7.

Grout B.W.W. and Aston M.J. (1977b) - Transplanting of cauliflower plants regenerated from meristem culture. II: Carbon dioxide fixation and the development of photosynthetic ability. Hort. Res. 17: 65-71.

Gupta P.K. and Mascarhenas A.F. (1987) – Cell and Tissue culture in Forestry. In: Bonga J..M.& Durzan D.J. (eds.). Dordrecht, The Netherlands Martinus Nijhoff: 385-399.

Huang L.C., Hsiao C.K., Lee S.H., Huang B.L. and Murashige T. (1992a) – Restoration of vigor and rooting competence in stem tissues of mature Citrus by repeated of their shoot apices onto freshly germinated seedlings in vitro. In vitro Cell. Dev. Biot. 28: 30-32.

Huang L.C., Liu S., Huang B.L., Murashige T., Mahdi E.F.M. and Van Gundy R. (1992b) – Rejuvenation of Sequoia sempervirens by repeated graf ting of shoot tips ontojuvenile rootstocks in vitro. Plant Physiol. 98: 166-173.

Kitto S.L. and Janick J. (1985) – Production of synthetic seeds by encapsulating asexual embryos of carrot. J. Amer. Soc. hortic. Sci 110: 283.

Litz R.E. (1984b) – In vitro somatic embryogenesis from nucellar callus of monoembryonic mango. Hortscience 19: 715-717.

Monnier M. (1995) – Embryogenèse zygotique et somatique. Chapitre X. In : Cultures de cellules, tissus et organes végétaux. Fondements théoriques et pratiques. Zryd J.P. (ed.). Presses Polytechniques Romandes, Lausanne, Suisse : 119-126.

Monteuuis O. (1989) – Méristèmes, vieillissement et clonage d’arbres forestiers. Ann. Rech. Svlvicoles. 1988 -AFOCEL: 7-53.

Monteuuis O. and Bon M.C. (1989) – Rejuvenation of a 100 year old sequoia (Sequoia gigantum Bucholz) through in vitro meristem culture. Annales Sci. For. Suppl. 46: 1835-1865.

Mc Comb J.A. and Newton S. (1981) – Propagation of kangaroo paws using tissue culture. J. Bort. Sci. 56: 181-183.

Mc Cown B. and Lloyd G. (1981) – Woody plant medium (WPM), a mineraI formulation for microculture of woody plant species. Hortscience 16: 453.

Murashige T. (1974) – Plant propagation through tissue culture. Ann. Rev. Plant. Physiol. 25: 135-166.

Murashige T. (1978) -The impact of tissue culture in agriculture. ln: Frontiers of plant tissue culture. Thorpe T.A. (ed.). Calgary Univ. Press, Calgary, Alberta, Canada: 15-26.

Murashige T. and Skoog F. (1962) – A revised medium for a rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.

Murashige T., Bitters W.P., Rangan T.S., Nauer E.M., Roistacher C.N. and Holliday P.B. (1972) – A technique of shoot apex grafting and its utilization towards recovering virus-free Cilrus clones. Hortscience 7: 118-119.

Navarro L., Roistacher C.N. and Murashige T. (1975) – Improvement of shoot-tip graf ting in vitro for virus free Citrus. Soc. Hort. Sci. 100 : 471-479.

Paques M. et Bercetche J. (1995) – L’embryogenèse somatique chez les conifères : limites et perspectives. IIème partie. In : multiplication végétative : Micropropagation et Embryogenèse somatique. In : Biotechnologies végétales. Demarly Y. & E. Picard (eds.). UNISAT, CNED/AUPELF-UREF, BV 93, Fascicule U: 117-181.

Pence V.C., Hasewa P.M. and Janick J. (1980) – Initiation and development of asexual embryos of Threobroma cacao in vitro. Z. Pflanzenphysiol. 98: 1-14.

Pétiard V., Ducos J.P., Florin B., Lecouteux C., Tessereau H. and Zamarripa A. (1993) – In: Proceedings of the 4th international Workshop on seeds: basic and applied aspects of seed biology, Côme D. & Corbineau F. (eds.), 20-24 July 1992: 175-191.

Rabéchault H. and Martin J.P. (1976) – Vegetative propagation of oil palm (Elaeis guineensis) by means of leaf tissue culture. Compte Rend. Acad. Sci., Paris 283 D: 1735-1737.

Smith D.R., Morgan K. and Aitken J. (1980) – Micropropagation. A new aid in tree improvement? What’s new in forest research. Forest Researche Institute, Rotorua, New Zealand, 87: 4 p.

Sané D. (1998) – Etude des facteurs physiologiques et cytogénétiques de l’embryogenèse somatique chez Acacia nilotica (L.) subsp. tomentosa Brenan, Acacia nilotica (L.) subsp. adstringens Brenan et A. tortilis subsp. raddiana (Savi.) Brenan. Thèse de doctorat de 3ème cycle. Université cheikh Anta Diop, FST/BV, Dakar : 150 p.

Sané D., Borgel A., Verden J. L. et Gassama-Dia Y. K. (2000) – Régénération de vitroplants par embryogenèse somatique à partir d’embryons zygotiques immatures chez une espèce adaptée à la sécheresse : Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi.) Brenan. Acta Bot. Gallica 147 (3) : 257-266.

Sondahl M.R., Nakamura T., Medina-Filho H.P., Carvalho A., Fazuoli L.C. and Costa W.M. (1984) – Coffee. Chapter 21. In : Ammirato et al. (eds.) : 564-590.

Sy A. (1990) – Microbouturage in vitro de l’anacardier (Anacardium occidentale L.). Mémoire de 3ème année, option Biologie-Physiologie ENITEF / Station des cultures fruitières & maraîchères de Gembloux, Belgique : 63 p.

Sy M.O., Martinelli L. and Scienza A. (1991) – In vitro Organogenesis and regeneration in Cashew (Anacardium occidentale L.). Acta Horticulturae 289 : 267-268.

Takakori F.H., Murashige T. and Sti1lman J.I. (1968) – Vegetative propagation of Asparagus through tissue culture. Bort. Science 3: 20-22.

Tisserat B., Foster G. and De Masson D. (1979) – Plantlet production in vitro from Phoenix dactylifera L. Date Growers’Inst. Repo 54 : 19-23.

Touré M.A. (2001) – Rajeunissement et micropropagation de Zizyphus mauritiana var. Gola par microbouturage et microgreffage in vitro. Mémoire de DEA, UCAD/FST/BV : 60 p.

Verdeil J.L., Huet C., Grosdemange F., Rival A. and Buffard-Morel J. (1992) – Somatic embryogenesis in coconut (Cocos nucifera L.) : obtention of several ramet clones. Oléagineux 47 (7) : 465-469.

Verdeil J.L., Huet C., Grosdemange F. and Buffard-Morel J. (1994) – Plant regeneration from cultured immature inflorescences of coconut (Cocos nucifera L.): evidence for somatic embryogenesis. Plant Cell Reports 13: 218-221.

Walali Loudyi, (1993) – 3 Journées Scientifiques du réseau Biotechnologies végétales; Rabat (Maroc), 14-18.

Wetzstein HY & Sommer HE. (1982) – Leaf anatomy of tissue cultured liquidambar styraciflua (hamamelidaceae) during acclimatization. Am. J Bot 69(10): 1579-1586.

Wetzstein HY & Sommer HE. (1983) – Scanning electron microscopy of in vitro-cultured liquidambar styraciflua plantlets during acclimatization. J Am Soc Hortic Sci 108(3): 475-480.

Table des illustrations

Titre Figure 1
Légende Principales étapes de la multiplication végétative in vitro appliquées aux essences forestières ligneuses– Multiplication par bourgeonnement axillaireVoie 1 : expIant juvénile constitué par une bouture mononodale renfermant un méristème en attenteVoie 2 : expIant juvénile constitué par des bourgeons cotylédonaires issus d’une germination de graineVoie 3 : expIant constitué d’apex prélevé sur arbre mature et rejuvénilisé par microgreffage en cascade in vitro.– Multiplication par bourgeonnement adventif : organogenèse directeVoie 4 : expIant constitué par un fragment d’organe quelconque (exemple : un explant foliaire)
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Titre Figure 2
Légende Schéma de la technique de rajeunissement ou de juvénilisation d’explants âgés par microgreffage en cascade in vitro (d’après Murashige et al)
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Titre Figure 3
Légende Multiplication végétative in vitro par organogenèse indirecte : embryogenèse somatique
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Titre Figure 5
Légende Figure 4. Principaux avantages de la multiplication végétative in vitro
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Légende Principaux inconvénients de la multiplication végétative in vitro
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Titre Figure 6
Légende Schéma d’intégration des techniques de clonages in vitro dans un programme d’amélioration génétique des arbres (d’après Cheliak & Rogers, 1990)
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Auteur

Laboratoire Campus de BiotechnologiesVégétales, Département de BiologieVégétale,
Faculté des Sciences et Techniques, Université Cheikh Anta Diop, BP 5005, Dakar-Fann, Sénégal
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© IRD Éditions, 2010

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