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OpenEdition Books

Le projet majeur africain de la Grande Muraille Verte

 | 
Abdoulaye Dia
, 
Robin Duponnois

Partie I. Espèces végétales de la Grande Muraille Verte

Propagation de l’Acacia senegal (L) Willd. associant le bouturage horticole et la culture in vitro

Simon Badji and Gilles Merlin

Abstract

Acacia senegal, fournissant la gomme arabique ou gomme dure, produit atoxique et non polluant aux nombreuses applications industrielles, est l’une des espèces végétales spontanées de la zone sahélienne dans laquelle s’étire la grande muraille verte.
Les perspectives d’utilisation du gommier Acacia senegal dans la lutte contre la désertification, l’amélioration des sols, la mise en valeur des écosystèmes et son importance économique et sociale, nécessitent son optimisation en vue d’améliorer les systèmes agrosylvopastoraux utilisant l’espèce comme composante arborée principale.
La méthode de propagation décrite ici nous a permis de produire des individus élites en associant le bouturage à partir de fragments de rameaux prélevés dans le houppier d’arbres adultes sans leur destruction et le micro-bouturage des bourgeons issus du matériel végétal mobilisé en serre.
Le matériel le plus réactif est constitué de boutures de 12 à 15 cm de long (8 à 15 nœuds) et d’environ 10 mm de diamètre (bois de deux à quatre ans) enrobées à la base avec de l’acide B-indole butyrique (AIB) en poudre de commerce (Rhizopon AA) à 4 % ou 8 %. Celui-ci est aussi influencé par la date de prélèvement des boutures et les meilleurs résultats (70 % et plus) sont obtenus sur des fragments collectés en saison des pluies (juin-octobre). Les individus sont mobilisés en pépinière ou au mieux en serre sous hygrométrie comprise en 70 % et 100 % pour amplifier leur rajeunissement physiologique en vue de leur clonage in vitro.
Les fragments uninodaux issus des rejets des jeunes pieds-mères bouturés et maintenus en phase active de végétation, produisent trois à quatre vitroplants dans le milieu de multiplication Murashige et Skoog modifié (MS mod) auquel on ajoute de la Zéatine à la concentration de 5. 10-7M. Pour obtenir un taux d’enracinement proche de 100 %, il faut procéder en deux étapes. La première, dite d’induction, consiste en un passage de 6 à 12 jours sur le milieu de Jordan modifié auquel on aincorporé de l’ANA à la concentration de 5. 10-5M. La seconde étape, dite d’expression racinaire, nécessite un passage des microboutures sur le milieu de Jordan modifié dépourvu de phytohormone.
Le sevrage et l’acclimatation en serre s’effectuent avec un taux de réussite voisin de 100 % lorsque les vitroplants enracinés sont transférés dans des pots renfermant un mélange de vermiculite et de terreau (1 : 1 ; v/v).

Full text

Introduction

1Acacia senegal (L) Willd est une espèce écologiquement et économiquement importante répartie sur une vaste zone écogéographique de l’Atlantique à la mer rouge à travers tout le Sahel et également présente entre autres en Afrique du sud, en Arabie, en Inde et au Pakistan (Ross, 1975).

2En effet A. senegal participe a l’amélioration et la fertilité des sols grâce, d’une part, à la fixation de l’azote atmosphérique par les Rhizobium des nodosités racinaires et, d’autre part, par la chute des feuilles et des gousses dans les écosystèmes naturels (Gerakis et Tsangarakis, 1970). Il est, de ce fait, utilisé au Soudan dans le cadre de cycles d’assolement appelés “bush-fallow” dans les activités traditionnelles agroforestières (Obeid et Sheif-El-Din, 1970). Il contribue également à protéger les sols contre l’érosion éolienne et hydrique grâce à son système racinaire très ramifié, situé dans les parties superficielles du sol, (N.R.C., 1979), diminue le déficit de saturation et l’évaporation de l’eau du sol, produit du fourrage au bétail et fournit du bois comme combustible (Fig. 2).

Figure 1

Figure 1

Répartition naturelle de Acacia senegal en Afrique

Figure 2

Figure 2

Acacia senegal dans son aire de distribution au Sahel (Ross, 1975)

3La gomme arabique ou gomme dure produite par cette espèce est très recherchée pour ses qualités organoleptiques dans divers domaines industriels (CCI, 1978) et présente une grande valeur économique. Un pied de gommier fournit annuellement, en moyenne 500 à 800 g de gomme, encore que certains sujets aient donné jusqu’à 3 kg.

4Du fait de ces divers intérêts, l’espèce apparaît comme une des essences ligneuses autochtones les plus utilisées dans le renforcement des activités dans les programmes de mise en valeur des écosystèmes agrosylvopastoraux et de lutte contre la désertification en zone semi-aride

5Afin d’améliorer les systèmes agrosylvivoles qui utilisent l’espèce comme composante arborée principale, il faut disposer d’individus à hauts rendements. La sélection individuelle et la mise au point de technique de multiplication végétative constituent une voie qui pourrait permettre d’atteindre cet objectif. Les travaux de Badji et al. (1991), de Ndiaye et al. (1991a) et de Danthu et al. (1992) ont montré la faisabilité de la propagation de l’Acacia senegal.

6Les techniques de propagation, souvent pratiquées avec succès pour la multiplication des plantes herbacées, constituent aussi une voie appropriée aux exigences de multiplication conforme et rapide d’individus élites. En effet deux types d’intérêts s`attachent à la propagation des essences forestières :

  • la possibilité de reproduction conforme comme les techniques traditionnelles de multiplication végétative avec les avantages supplémentaires, notamment la réduction des risques d’infection virales, l`indépendance de la multiplication par rapport aux cycles saisonniers et le fort coefficient de multiplication ;

  • la possibilité d’accroître la variabilité génétique dans le cas de reproduction non conforme.

7Les techniques de micropropagation ont été appliquées à plus de 1 000 espèces végétales, dont environ 100 essences forestières (Thorpe et al., 1991). Il faut signaler toutefois que la réaction des micropropagules issues de matériels prélèves sur des individus adultes est souvent très difficile à obtenir par cette méthode (Bonga, 1982), même si des résultats encourageants ont été obtenus à partir d’individus matures comme Sequoia sempervirens (Boulay, 1980), Tectona grandis (Gupta et al., 1980) ou Faidherbia albida (Gassama et Duhoux, 1987). En général, il est nécessaire de passer par une phase de rajeunissement du matériel végétal (Franclet, 1980, Ndiaye et al., 1991b) pour mettre au point une méthode de clonage de sujets adultes.

8Nous proposons une procédure de multiplication de l’A. senegal qui, alliant le bouturage et le microbouturage, peut déboucher sur des applications pratiques à grande échelle.

9Du bouturage on peut espérer tirer les avantages classiquement attendus notamment la mobilisation et le regain de vigueur du matériel végétal. Quant au microbouturage, il peut permettre d’obtenir un taux de multiplication élevé sur un espace réduit.

Matériels et méthodes

Mobilisation du matériel de bouturage

10La mobilisation est conçue en vue de créer des pieds-mères pour la multiplication clonales in vitro à travers le bouturage. On cherche à éviter les phénomènes de maturation. Dans ce cas, plusieurs possibilités sont examinées :

  • la première autorise des coupes de rajeunissement in situ effectuées durant la période de mai à septembre. Cette opération permet d’obtenir après le recépage d’individus âgés des rejets capables de fournir des boutures réactives et viables (Diaité, 1986).

  • la deuxième approche consiste à prélever des fragments de ramets lignifiés de gros diamètres (Danthu et al., 1992) ou de faibles diamètres (Badji et al., 1991), en période hivernale, dans le houppier d’individus adultes. Dans ce cas de figure, le matériel présentant encore des caractères de maturité, nécessite des opérations de rajeunissement physiologique en vue d’un clonage in vitro (Fig. 3).

Figure 3

Figure 3

Rameau âgé de 20 j environ, formé après recépage d’un pied mère âgé de 5 ans poussant en serre. On peut observer l’état peu aoûté ou non du rameau pouvant servir à la culture in vitro.

Préparation et conditionnement du matériel végétal

LES BOUTURES

11Les boutures sont constituées de tronçons feuillés (4 feuilles environ) de 12 cm de long (8 nœuds) et de diamètre inférieur à 4mm. La collecte de boutures peut également se faire sous forme de fragments de rameaux de 50 cm de long (bois de 2 à 4 ans). Il est alors possible de conserver ce matériel pendant 8 jours dans une toile maintenue humide et d’y couper des boutures effeuillées ou non constituées de 12 à 15 nœuds (15 cm de long) et 10 mm de diamètre au moment de la mise en place en pépinière.

12Avant leur mise en place, les boutures, taillées en biseau à leur base, subissent un traitement fongique par trempage rapide dans une solution de cryptonol à 0.28 % (solution aqueuse contenant 140 g. l-1 de sulfate double d’hydroxy-8-quinoléine et de potassium. Homologation 6 900 224). La base des boutures est ensuite enrobée avec de l’acide indol-3-butyrique (AIB) en poudre de commerce (Rhizopon AA) à 4 % ou 8 % sur une hauteur d’environ 0, 5 cm.

13Les boutures sont mises à enraciner soit (i) dans des germoirs de culture portant un lit de gravier que recouvre une couche de poudre de basalte concassé ou (ii) dans des sachets de polyéthylène perforés contenant un mélange de poudre de basalte, du sable et du sol riche en humus, ou encore (iii) dans les plateaux de polystyrène à alvéoles où sont insérés des godets Fertil remplis du mélange à parts égales de terreau fertiligène à base de tourbe de sphagnum et de carex. Ces trois substrats sont apparus comme couches favorables à la survie et au développement des boutures (Badji et al., 1991 ; Danthu et al., 1992 ; Ndiaye et al., 1991a).

14Les conditions de cultures sont caractérisées des températures constantes situées entre 30 °C et 45 °C et d’hygrométrie comprise entre 70 °C et 100 °C. A cet effet, il est nécessaire de maintenir le matériel végétal dans une serre-tunnel sous ombrage (à environ 50 %) et brumisation (mist system). Le temps de vaporisation de l’eau est fixé à 6 min au rythme quotidien de trois pulvérisations de 8h à 16h. Les boutures subissent un traitement hebdomadaire au benlate à la concentration de 0, 07gl-1.

LES MICROBOUTURES

15Le matériel de départ est constitué de jeunes rejets des pieds-mères bouturés maintenus en phase de végétation active et traités régulièrement avec un fongicide pour limiter au maximum les risques d’infection au moment de la culture en tube.

16La décontamination constitue le premier obstacle à franchir pour réussir la micro-propagation. Parmi les différentes méthodes utilisées, la plus efficace, puisqu’elle peut conduire à 100 % de décontamination est celle qui constitue à plonger les rameaux privés de leurs feuilles pendant 4 à 7 min dans une solution de chlorure de mercure (HgCl2) à 1 % dans de l’alcool à 70°additionné à quelques gouttes de Tween 20 et pendant 30 s dans l’alcool à 70°. Après plusieurs rinçages à l’eau distillée stérile, les rameaux sont débités en boutures de nœud de 15 à 20 mm de long et placés in vitro dans des tubes ou bocaux, sur milieu gélosé. Toutes les manipulations ont lieu sous hotte à flux laminaire.

17Deux milieux de base ont servi à la culture des fragments, suivant les objectifs recherchés, à savoir l’élongation des rameaux néoformés ou leur enracinement :

18– Pour l’élongation des rameaux néoformés de première génération, le milieu de culture contient les éléments minéraux de Murashige et Skoog (1962) modifié (MS mod.). La modification consiste à diluer de moitié la teneur en macroéléments. On ajoute à ce milieu de base soit de la 6-(4-hydroxy-3-methylbut-trans-2-enyl) aminopurine (Zéatine) à la concentration de 5.10-7M, soit de la 6-benzyl-aminopurine (BAP) à la concentration de 5.10-6M.

19Pour l’enracinement, la solution minérale de Jordan et al. (1978) modifié (JN mod.) en diluant de moitié ses macro-élements est préconisée. Les explants uninodaux, prélevés sur des rameaux en phase d’élongation sur le milieu MS mod. + zéatine à 5.10-7M, séjournent pendant 12 jours dans un milieu d’induction racinaire JN mod. renfermant de l’acide naphtalène acétique (ANA) à la concentration de 5.10-5M. Ils sont ensuite transférés dans un milieu d’expression racinaire constitué par un milieu JN mod. ne contenant pas de substance de croissance. Les milieux utilisés contiennent 20 g de saccharose par litre et ont été solidifiés par 6g par litre de gélose DIFCO et stérilisés par autoclavage à 120° durant 15 min. Le PH est ajusté à 5, 8 avant autoclavage.

20Les cultures sont placées dans une salle climatisée à une température de 30° ±2°C et une humidité variant de 20 à 40 %. Elles sont exposées à une lumière artificielle (tubes fluorescents Sylvania Grolux F 40 W) à raison de 12, 5 W. m-2 sous un régime photopériodique de 16h de jour et 8h de nuit.

21Les plantes enracinées in vitro sont acclimatées en serre sur un substrat horticole (mélange de terreau et de vermiculite à parts égales) contenu dans des godets. Ils sont maintenus sous cloche en plastique pendant 7 à 10 jours et ensuite sous tunnel de confinement afin de leur assurer l’humidité nécessaire au niveau caulinaire pendant tout le temps (au moins 30 jours) que le servage aura duré.

Résultats et Discussion

Bouturage horticole

22Les résultats des expériences sur le bouturage à partir de ramets récoltés dans les conditions énoncées au § 2.1. (Mobilisation) ont montré que la réactivité du matériel végétal est influencée par de la date de prélèvement et à la nature physiologique de l’explant (Diaité, 1986, Badji et al., 1991, Danthu et al., 1992). Les performances observées durant la période hivernale sont nettement supérieures à celle de la période sèche (Fig. 4).

23La présence de feuilles constitue également un élément fondamental dans la survie et l’enracinement pour les boutures à faible diamètre, inférieur à 4mm, alors qu’elle n’est pas nécessaire pour les boutures de diamètre égal ou supérieur à 10 mm.

Figure 4

Figure 4

Enracinement des boutures d’A. senegal (L : 15 cm, Ø : 10-15, 9 mm) 90 j après plantation, en fonction de leur période de récolte. A : mi-saison sèche ; B : fin saison sèche ; C : Saison des pluies ; D : début saison sèche (Danthu et al., 1992).

24L’usage de l’AIB (Rhizopon AA) favorise la rhizogénèse de manière différente selon le substrat en augmentant, soit le pourcentage d’enracinement (sur terreau), soit le nombre de racines formées par la bouture (sur sable).

25Dans tous les cas, l’AIB accélère la rhizogénèse (Fig. 5).

Figure 5

Figure 5

Enracinement, au moyen de Rhizopon AA 4 (AIB 4 %), des boutures de fragments issus de recépages réguliers sur A. senegal adultes mobilisés en serre.

26L’effet déprimant de l’AIB sur le développement caulogène durant les premiers stades de développement (30 premiers jours) est souvent noté dans les expériences où cette auxine est utilisé. Cependant, on observe une restitution rapide de la croissance caulogène à partir de 40 jours environ (Ndiaye et al., 1991).

27Ce phénomène pourrait s’expliquer par l’influence de la balance hormonale cytokinineauxine dont dépendent les stades végétatifs des plantes ; les auxines perturbant la multiplication cellulaire et la différenciation des tissus axillaires alors que les cytokinines les favorisent au détriment des cellules rhizogènes.

Microbouturage

DÉVELOPPEMENT CAULOGÈNE IN VITRO DES MICROBOUTURES

28Pour que le développement d’une microbouture de nœud soit complet, certaines précautions doivent être prises, notamment l’état sanitaire de l’explant, la taille, l’existence d’un nœud pouvant se développer en tige feuillée et la possibilité d’une formation de racine à la base de la bouture.

29Les bourgeons prélevés sur des rameaux d’arbres matures constituent des explants difficiles à désinfecter et peu de travaux font état d’expérimentations effectuées avec des explants adultes. Hormis les difficultés de désinfection à surmonter, l’explant mature est réputé récalcitrant à la régénération in vitro. Ce phénomène de diminution de la capacité à la multiplication végétative liée à l’âge chronologique du matériel végétal est souvent signalé dans la littérature (Bonga, 1987). Si pour A. senegal une induction racinaire est observée, par contre une élongation caulinaire se manifeste rarement à partir du débourrement des bourgeons qui devrait se traduire par le dégagement de nouvelles feuilles. L’utilisation du matériel juvénile est la voie la plus sûre pour induire un fort taux d’organogenèse.

30La microbouture doit avoir une taille minimale pour que les chances de reprise ne soient pas compromises. Les tests réalisés sur A. senegal ont montré qu’un fragment uninodal est réactif lorsqu’il mesure au moins 10 mm. Si la taille est inférieure, outre les difficultés de manipulation qui en résultent, la reprise devient incertaine du fait d’un brunissement plus ou moins important du sommet et de la base de l’explant qui lèse en partie le nœud. Si la taille est suffisante, le nœud reste intercalé dans une portion de tige vivante suffisante. La meilleure chance de survie, constatée dans ce cas résulterait aussi bien de la faible proportion de la partie lésée par rapport à la partie saine de l’explant, que d’autres facteurs tels que les réserves de nutriments endogènes ou de régulateurs de croissance, d’ailleurs quantitativement liées à la première cause avancée.

31Comme la plupart des Acacia (Duhoux et al., 1998), c’est la voie par bourgeonnement axillaire qui est plus utilisée chez A. senegal (Fig. 6). Le développement d’une seule tige est le plus couramment observé chez l’espèce, contrairement à ce qui se produit chez Casuarina equisetifolia où Duhoux et al. (1986) ont noté une prolifération de pousses pouvant donner des tiges de 40 à 50 mm de long.

32La tige néoformée au départ du bourgeon de la microbouture s’allonge pour atteindre 29 mm en 60 jours et produire en moyenne 4 nœuds bouturables d’une longueur minimale de 10 mm sur milieu de culture MS mod. contenant de la Zéatine.

Figure 6

Figure 6

Développement caulogène des microboutures d’A. senegal âgés de 60 j, sur milieu de multiplication. Les fragments cultivés sont issus de pieds-mères de 4 ans.(Badji, 1991)

Tableau 1. Influence, après 60 j de culture in vitro, des concentrations de zéatine et de BAP sur le développement des microboutures prélevées sur des plantes-mères recépées d’A. senegal âgés de 4 ans.

33Elle atteint 17 mm pour la BAP avec 2 nœuds bouturables en moyenne et 11 mm sur milieu sans hormone (Tabl. 1)

34Le taux de multiplication obtenu sur le milieu MS mod. + Zéatine est comparable à celui réalisé en général dans le genre Acacia. Il atteint, par contre, des valeurs élevées (entre 20 et 40) de manière exceptionnelle chez A. mangium (Galania et al., 1991).

35Il faut noter que le taux de multiplication peut varier d’une génération à l’autre car dépendant de l’importance de la croissance de la tige produite in vitro à chaque génération, donc du nombre de nœuds dont on disposera pour le repiquage et du temps nécessaire pour obtenir le développement de cette tige. S’il peut augmenter chez certaines espèces végétales herbacées comme les menthes (Geslot et al., 1989), il a tendance à diminuer chez les végétaux ligneux comme A. senegal.

ENRACINEMENT IN VITRO DES MICROBOUTURES

36En l’état de nos conditions de culture permettant le développement caulogène au départ des bourgeons des microboutures primaires, il n’est pas nécessaire que les racines apparaissent. D’ailleurs l’unique présence de la Zéatine n’est pas favorable à la rhizogénèses. Généralement il faudra procéder à l’enracinement des microboutures au bout de la nième génération pour en faire de jeunes plants prêts à la mise en place au champ.

37Les essais sur A. senegal ont montré que le développement du bourgeon de la 2e génération est moins satisfaisant que celui de l’explant primaire. Ce développement devient très faible en 3e génération et quasiment nul en 4e génération. De plus les microboutures de 3e et 4e génération ont totalement perdu leur aptitude à s’enraciner même en présence d’auxines réputées rhizogènes.

38Pour conserver un intérêt pour la multiplication in vitro vis-à-vis des techniques de bouturage, il a été nécessaire d’envisager une approche permettant une subordination du développement caulogène à celui des racines. Pour cela, les étapes font intervenir des conditions de milieux différents et de repiquages plus nombreux :

  • obtention de rameaux à partir du nœud de l’explant primaire ;

  • enracinement de l’explant secondaire uninodal provenant d’un rameau produit par l’explant primaire (phase d’induction racinaire) ;

  • obtention d’un développement satisfaisant des racines et des rameaux (phase de croissance générale : caulinaire et racinaire) ;

  • enracinement de l’explant tertiaire uninodal provenant d’un rameau produit par l’explant secondaire ;

  • ainsi de suite…

39En soumettant les boutures de 2e génération à un traitement inductif de courte durée dans un milieu à forte concentration d’auxine (JN mod + ANA 5.10-5M), on leur assure un taux maximal d’enracinement de 100 % (Tabl. 2). Le transfert de ces microboutures dans un milieu minéral dépourvu de phytohormone permet une bonne expression et un développement vigoureux des racines. Plusieurs auteurs, en procédant à la séparation des processus de rhizogénèse en différentes phases sont arrivés à des résultats similaires. C’est cas notamment pour Depommier (1981) sur Eucalyptus sp. et Amerson et Mott (1982) sur Pinus monticola.

Tableau 2

Tableau 2

Influence de la durée de séjour sur milieu d’induction avec auxine sur la rhizogénèse après 30 j sur milieu d’élongation.

40Au cours de la phase d’élongation des racines, il est observé que la qualité de l’enracinement a une influence considérable sur le développement caulogène des boutures. En effet, les rameaux portés par les boutures enracinées se développent beaucoup mieux que ceux obtenus sur des boutures très peu enracinés ou pas du tout. L’élongation des rameaux réalisés en même temps que l’enracinement au cours de cette étape en l’absence de phytohormone offre l’avantage de poursuivre la multiplication in vitro de l’A. senegal. On peut ainsi réintroduire dans le cycle in vitro les explants obtenus sans que des problèmes inhérents à la dégénérescence ou à la diminution du taux de multiplication au cours des générations suivantes ne se posent.

ACCLIMATATION EN SERRE DES VITROPLANTS

41L’acclimatation et l’élevage en serre sont des étapes importantes et très liées qui devront préparer les jeunes plants à résister aux difficultés qu’elles peuvent rencontrer dans le milieu naturel.

42Durant cette étape, il est nécessaire de réunir toutes les conditions susceptibles de leur garantir une émission suffisante de racines nouvelles plus adaptées aux conditions du substrat de servage qui viennent se substituer aux racines dégénératives formées in vitro ; l’examen du système racinaire montre une dégénérescence partielle des racines formées in vitro. Le substrat généralement utilisé (mélange de terreau et de vermiculite) permet un démarrage rapide des racines et la plante peut y trouver les éléments nécessaires à son bon développement (Fig. 7). Il faut également une reprise de la croissance qui devra permettre un élevage en plein air des plants.

Figure 7

Figure 7

Sevrage des vitroplants d’Acacia senegal.

Conclusion

43Les expérimentations sur A. senegal nous permettent de retenir les enseignements suivants :

  • Il apparaît que la mobilisation par le bouturage et même le greffage (Ndiaye et al., 1991) des individus sélectionnés est une étape importante dans le processus de multiplication végétative. La propagation in vitro du gommier A. senegal a été optimisée à travers l’acquisition de matériel végétal réactif et assaini par le bouturage, le recépage régulier des rameaux néoformés et le maintien d’un bon état phytosanitaire des souches élevées en serre ;

  • En induisant le bourgeonnement axillaire sur des explants uninodaux, il a été possible d’obtenir des pousses pouvant produire des microboutures de 2e génération et éventuellement de 3e génération. Si la première génération offre un taux de multiplication d’environ 4, la génération suivante, toutefois, en offre difficilement 2 et ce taux est souvent inferieur à 1, voire même nul pour les générations suivantes. De plus si les microboutures primaires s’enracinent relativement bien sur les milieux d’enracinement, les microboutures des générations suivantes s’enracinent de plus en plus mal au fur et à mesure des générations successives jusqu’à ne plus le faire du tout.

  • Pour contourner les difficultés d’induction et de croissance racinaire des subcultures, il convient de procéder à un traitement transitoire à l’auxine. Pour cela, deux milieux de culture sont utilisés, l’un à base d’auxine (ANA), à forte concentration, induisant la rhizogénèse, l’autre dépourvu de substances de croissance où la rhizogénèse s’amplifie spontanément. Dans ces milieux, la croissance des micro-boutures de 2e génération est nettement améliorée et autorise au même titre que dans la situation précédente (1re génération) un taux de multiplication acceptable.

44Les techniques de multiplication mises au point laissent envisager une réelle possibilité de multiplier les acacias gros producteurs de gomme en permettant une conformité de copies qui préservent les caractéristiques génétiques des arbres élites sélectionnés.

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Annexes

Abréviations :
aib : acide indol-3-butyrique ;
ana : acide naphtalèneacétique ;
bap : 6-benzyl-aminopurine ;
jn : milieu de jordan ;
ms : milieu de murashige et skoog.

List of illustrations

Title Figure 1
Caption Répartition naturelle de Acacia senegal en Afrique
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-1.jpg
File image/, 260k
Title Figure 2
Caption Acacia senegal dans son aire de distribution au Sahel (Ross, 1975)
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-2.jpg
File image/, 256k
Title Figure 3
Caption Rameau âgé de 20 j environ, formé après recépage d’un pied mère âgé de 5 ans poussant en serre. On peut observer l’état peu aoûté ou non du rameau pouvant servir à la culture in vitro.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-3.jpg
File image/, 132k
Title Figure 4
Caption Enracinement des boutures d’A. senegal (L : 15 cm, Ø : 10-15, 9 mm) 90 j après plantation, en fonction de leur période de récolte. A : mi-saison sèche ; B : fin saison sèche ; C : Saison des pluies ; D : début saison sèche (Danthu et al., 1992).
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-4.jpg
File image/, 168k
Title Figure 5
Caption Enracinement, au moyen de Rhizopon AA 4 (AIB 4 %), des boutures de fragments issus de recépages réguliers sur A. senegal adultes mobilisés en serre.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-5.jpg
File image/, 120k
Title Figure 6
Caption Développement caulogène des microboutures d’A. senegal âgés de 60 j, sur milieu de multiplication. Les fragments cultivés sont issus de pieds-mères de 4 ans.(Badji, 1991)
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-6.jpg
File image/, 80k
Caption Tableau 1. Influence, après 60 j de culture in vitro, des concentrations de zéatine et de BAP sur le développement des microboutures prélevées sur des plantes-mères recépées d’A. senegal âgés de 4 ans.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-7.jpg
File image/, 120k
Title Tableau 2
Caption Influence de la durée de séjour sur milieu d’induction avec auxine sur la rhizogénèse après 30 j sur milieu d’élongation.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-8.jpg
File image/, 104k
Title Figure 7
Caption Sevrage des vitroplants d’Acacia senegal.
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/2120/img-9.jpg
File image/, 115k

Author(s)

Commissariat Après-Barrages, Dakar, Sénégal
Direction des Eaux et Forets, Dakar, Sénégal

SPINDAL SARL, BP 102 – Rue Emile Zola, 77450 Montry, France

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