Chapitre IV. Méthodes de validation et de vérification
p. 111-142
Texte intégral
1Il est impossible de connaître l’âge absolu, « âge véritable », d’un poisson prélevé au hasard dans son environnement naturel. De nombreuses analyses de pêcheries dépendent cependant d’estimations exactes et fiables des structures en âge des captures. La constatation de nombreuses erreurs dans les estimations d’âge a relancé l’intérêt des méthodes de validation. « Valider » signifie qu’il faut prouver qu’une technique est exacte. Ceci peut être démontré ou estimé. Une estimation a bien sûr moins de valeur mais, dans certains cas, c’est la seule voie possible (Archibald et al., 1983). Dans les années quatre-vingt, Beamish & McFarlane (1983) ont souligné l’importance de la validation des estimations d’âge et, dans leur revue de la littérature, ils ont mentionné le fait que, seules quelques études validaient les méthodologies employées. Cependant, depuis lors, de nombreuses études de validation ont été réalisées. Théoriquement, une expérience de validation doit être entreprise pour chaque population d’une espèce donnée car il peut exister d’importantes différences entre les populations : c’est le cas par exemple pour les espèces migratrices comme les saumons et les anguilles. Idéalement, l’étape de validation implique aussi la prise en compte de tous les stades du cycle de vie, depuis l’éclosion jusqu’à l’adulte, en passant par la métamorphose (Geffen, 1992). Et, même si la validation d’une technique pour toute la gamme d’âges d’une population donnée est très difficile à réaliser, une combinaison de plusieurs méthodes peut parfois offrir une plus grande certitude dans les âges estimés.
2La validation est une étape obligatoire pour toute étude de sclérochronologie et, en particulier, pour les espèces pour lesquelles aucune étude de l’âge n’a été entreprise auparavant. Deux aspects doivent être pris en considération : (1) les accroissements doivent avoir été déposés avec une périodicité qui peut être reliée à un pas de temps régulier (i.e. exactitude) et (2) les marques de croissance doivent être interprétées de façon cohérente et répétitive pour estimer l’âge (i.e. précision). Les méthodologies disponibles pour valider la fréquence des dépôts des marques inscrites dans les pc peuvent être regroupées autour de quatre principales catégories. Elles constituent les bases de ce chapitre :
la validation directe, qui prend en compte une marque de référence précise sur une pc par rapport aux autres marques de croissance ; c’est une méthode individuelle qui utilise la plupart du temps les techniques de marquage et/ou d’élevage ;
la validation semi-directe, qui nécessite l’observation de séries chronologiques de marques de croissance sur un grand nombre d’individus ; c’est une méthode populationnelle ;
la validation indirecte, qui nécessite la comparaison d’estimations d’âge individuelles avec des estimations statistiques réalisées à partir des distributions de fréquence de tailles ou à partir d’autres données d’âge ; c’est aussi une méthode populationnelle ;
la vérification, qui implique simplement des interprétations multiples (obtenues à partir de une ou plusieurs lectures effectuées sur une ou plusieurs pc).
A. Validation directe
P.J. Wright, J. Panfili, A. Folkvord, H. Mosegaard, F.J. Meunier
3La validation directe conduit à la connaissance de l’âge à partir d’une pc d’un unique individu. Elle prend en compte la plupart du temps une marque de référence temporelle précise qui est comparée aux autres marques de croissance. Les méthodes de validation directe utilisent des séries d’observations d’individus marqués qui sont relâchés dans leur environnement naturel ou qui sont élevés dans des environnements plus ou moins contrôlés (Brothers et al., 1976 ; Neilson & Geen, 1981 ; Geffen, 1992). L’introduction d’une marque de référence dans les pc, qui peut ensuite être datée avant l’élevage ou la recapture, est également une étape préliminaire fréquente pour de telles études. Ce genre de marque peut être chimique ou induite intrinsèquement.
1. Marquage
4Dans ce chapitre, nous considérons le processus entier du « marquage », depuis la capture des individus dans leur milieu naturel, leur marquage (poissons et/ou pc), leur libération dans un environnement naturel ou artificiel, jusqu’à leur recapture après une période de temps donnée. Comme l’intervalle entre la remise en liberté, contrôlée ou non, et la recapture est connu, la durée de la période de croissance peut être facilement évaluée. Lorsque les pc sont marquées, il est en général très difficile de détecter les marques de façon externe et il est donc nécessaire de marquer également les poissons extérieurement.
1.1. Marquage des poissons
5Le marquage d’individus est une méthode très répandue et largement utilisée dans les études de dynamique des populations. Dans ce chapitre, nous résumons simplement les principales voies et techniques pour le marquage des poissons. De plus amples détails sur ces méthodes peuvent être trouvés dans des ouvrages ou articles de synthèse (Parker et al., 1990). Il est évident que le marquage individuel et le type de marque utilisée dépendent de la taille du poisson considéré et que ce marquage est peu adapté pour les stades larvaires. L’étape de marquage est souvent essentielle pour les études de validation des estimations d’âge car il est nécessaire :
de repérer les individus ou les groupes de poissons dont les pc ont été marquées ;
de repérer individuellement les poissons auxquels une pc a été prélevée. Ceci n’est possible qu’après l’extraction d’écaille (Beamish & McFarlane, 1983 ; Matlock et al., 1987 ; Beall & Davaine, 1988) ou, parfois, après l’extraction d’une partie de rayon de nageoire (Rochard & Jatteau, 1991). Les marques de croissance de ces pc sont ensuite interprétées entre la date de capture initiale (marquage) et la date de recapture.
6Une large gamme de marques externes est disponible pour le marquage individuel (McFarlane et al., 1990). Quelques exemples sont présentés sur la figure IV.A.1a. La fixation des marques peut également être facilitée par l’utilisation de pistolets spécialisés (fig. IV.A.1b). L’introduction de petites marques internes, comme les implants codés visibles sous la peau (par exemple dans la région crânienne) ou les micro-marques magnétiques, est préférable aux marques externes car elles n’affectent pas les performances hydrodynamiques des poissons. Les pit-tags électroniques (marques magnétiques) injectés sous la peau permettent aussi de reconnaître les individus avec le minimum de manipulation, à l’aide de lecteurs électroniques spécifiques. Ces types de marque minimisent certainement l’impact biologique du marquage en termes de changement de comportement et conduisent à des données claires et non biaisées.

Figure IV.A.1
Marquage externe des poissons.
a) Principaux types de marques externes et régions anatomiques où elles sont fixées chez les poissons (d’après McFarlane et al., 1990).
b) Marquage externe avec une marque T en plastique chez un tilapia africain (Sarotherodon melanotheron). La marque numérotée est placée sous la peau et dans le muscle en utilisant un pistolet spécial (photo J. Panfili).
7Pour plus d’informations sur les marques utilisées pour les poissons, le lecteur pourra se renseigner auprès des distributeurs internationaux de marques externes comme Hallprint Tags (Australie), Biomark (usa), FishEagle International (uk), Northwest Marine Technology Inc. (usa). Les marques électroniques les plus récentes désormais disponibles permettent de marquer le poisson extérieurement mais aussi d’enregistrer plusieurs types de données issues de l’environnement naturel traversé par l’individu (e.g. température de l’eau, pression, radiation solaire) ainsi que certaines variables physiologiques (e.g. température interne). Des informations supplémentaires sur ces marques enregistreuses peuvent être trouvées chez des fournisseurs comme Star-Oddi (Islande) et Lotek (Canada).
8Les techniques de marquage en masse (marquage de groupes) sont généralement scindées en deux catégories, les méthodes de tatouage et les méthodes de cryomarquage. Le tatouage est fait, la plupart du temps, par injection d’un colorant sous la peau ou à l’aide d’un dermojet pour inoculer des taches de couleur(s) visibles dans certaines régions du corps (en général sur la face ventrale car elle est naturellement moins pigmentée). Comme exemple de marquage de ce type, pour les petits individus, on peut citer l’injection sous-cutanée de bleu alcian à 1 % dilué dans une solution de sérum physiologique. Certaines résines élastomères fluorescentes sont aussi disponibles pour les individus de petite taille et produisent des marques encore plus identifiables (e.g. fournisseur Northwest Marine Technology Inc., usa). Les dermo-jets ne sont préconisés que pour les individus de taille relativement grande (> 10 cm). La technique de cryomarquage quant à elle permet d’obtenir des marques codées sous forme d’empreintes sur la peau. Cette méthode implique d’immerger au préalable des outils munis de caractères en contre-empreinte dans de l’azote liquide et de les appliquer ensuite directement sur la peau des individus. Ces techniques de tatouage et de cryomarquage permettent souvent un codage individuel mais elles ne sont valables que pour des expériences de courte durée car les colorants ou les brûlures par le froid tendent à disparaître avec la régénération de la peau. Ces marques sont cependant visibles pendant plusieurs mois après le marquage.
1.2. Marquages des pièces calcifiées
9Sauf si les poissons ont été élevés depuis leur naissance, il est nécessaire de disposer d’une marque particulière sur la pc, servant de repère temporel précis. Les différentes méthodes de marquage des pièces calcifiées peuvent être réparties en cinq catégories :
les marqueurs fluorescents ;
les chocs thermiques induisant les marques ;
les variations lumineuses induisant les marques ;
les marqueurs radio-isotopiques comme le strontium radioactif 85Sr ;
les marquages chimiques élémentaires avec du strontium ou des lanthanides.
10Les quatre dernières méthodes ne sont cependant valables que pour les otolithes. Les marques induites par l’environnement à la suite, par exemple, d’un changement d’habitat ou de régime alimentaire, peuvent aussi servir de points de référence.
1.2.1. Marqueurs fluorescents
11Le marquage chimique utilisant des colorants fluorescents est la principale méthode utilisée, depuis longtemps, dans les expériences de validation directe. Cette méthode repose sur l’incorporation de composants chimiques spécifiques à la surface des tissus en cours de minéralisation. Depuis les années soixante, plusieurs marqueurs ont été testés avec succès chez différentes espèces d’Ostéichthyens, les premiers ayant été les tétracyclines (De Bont, 1967 ; Weber & Rigway, 1967 ; Casselman, 1974 ; Meunier, 1974 ; Meunier & Boivin, 1974 ; McFarlane & Beamish, 1987). Depuis lors, la fluorescéine ou calcéine (Meunier, 1974 ; Meunier & Boivin, 1978 ; Wilson et al., 1987 ; Tsukamoto, 1988 ; Beckman et al., 1990), l’orangé de xylénol (Meunier, 1974) et l’alizarine (Meunier & Boivin, 1978 ; Tsukamoto, 1988) ont pu être utilisés. Ces substances possèdent un spectre d’action très large et sont d’ailleurs utilisables pour les pc de toutes les espèces de Vertébrés.
12Tous ces composés ont la capacité d’émettre une couleur fluorescente spécifique sous une lumière ultraviolette et peuvent ainsi être localisés à l’intérieur des pc a posteriori. La tétracycline émet une fluorescence jaune, la fluorescéine, une couleur vert-jaune, et l’alizarine et l’orangé de xylénol, une fluorescence rouge. La coloration de la marque révélée dépend bien sûr de la longueur d’onde de la source lumineuse et des différents filtres optiques utilisés (tab. IV.A.1).
Tableau IV.A.1. - Les différents fluorochromes et leurs longueurs d’ondes d’excitation et d’émission en microscopie photonique (épifluorescence).

13La tétracycline (tc, C22H24N12O8) et ses dérivés (oxytétracycline, otc ; tétracycline hydrochloride, tchc ; tétracycline dihydrochloride, tcdhc) sont également des antibiotiques à spectre large et donnent d’excellents résultats de marquage pour toutes les espèces. Cependant, durant les dix dernières années, l’utilisation des tétracyclines a été réglementée. En effet, dans plusieurs pays dont les États-Unis, le Canada et le Japon, elles ne peuvent désormais plus être utilisées sur le terrain, ni déversées dans les eaux naturelles ou semi-naturelles. Ceci découle du taux de dégradation naturelle extrêmement lent de ces antibiotiques et de l’apparition de résistance de certains microorganismes aux tétracyclines (Coyne et al., 1994 ; Kerry et al., 1994 ; Smith, 1995 ; Vaughan & Smith, 1996). En tout état de cause, les expérimentateurs devront vérifier la législation nationale en cours sur la protection de l’environnement avant d’utiliser un composé tétracyclinique.
14Avec la fluorescéine (fc, C20H12O5), les résultats semblent plus variables dans la littérature, allant de l’obtention de faibles marques (Tsukamoto, 1988) à des marques plus intenses que les autres marqueurs fluorescents (Thomas et al., 1995). Depuis la restriction de l’usage des tétracyclines, deux fluorochromes de la famille des alizarines sont devenus très populaires car ils produisent d’excellentes marques sur les otolithes de poissons : l’alizarine complexone (ac, 1,2-dihydroxyanthraquinone-3-yl-méthylamine-N, N-diacétique acide, C19H15NO8 2H2O) et l’alizarine Red S (ar, 1,2-dihydroxyanthraquinone sodium sulfonate, C14H7O7NaS).
15Ces fluoromarqueurs sont disponibles sous différentes formes. La tétracycline est trouvée dans le commerce sous deux formes :
en poudre à différentes concentrations, depuis le composé chimique à l’état pur jusqu’à la tétracycline active mélangée à un excipient et généralement utilisée par les vétérinaires (e.g. Acti-Tétra B®) ;
en solution stable à différentes concentrations (e.g. Terramycine®). La fluorescéine (calcéine) est également disponible en poudre ou en solution. L’alizarine, par contre, n’est disponible que sous forme de poudre et une solution doit être préparée par la suite pour des utilisations en injection ou en balnéation.
16Ces fluorochromes sont appliqués en suivant trois principaux protocoles : par injection, par balnéation (immersion de l’individu en entier) ou par incorporation dans un aliment. Les résultats du marquage peuvent cependant être assez différents en fonction des marqueurs et de leur mode d’application (Thomas et al., 1995), mais toutes les structures calcifiées seront marquées en même temps (fig. IV.A.2).
1.2.1.1. Injection
17La méthode d’injection intrapéritonéale ou intramusculaire est certainement la plus répandue, et elle peut être utilisée pour marquer les poissons juvéniles ou adultes. L’injection intrapéritonéale est toutefois recommandée (fig. IV.A.3). Des solutions stables de tc existent pour les besoins vétérinaires (e.g. Terramycine®) et sont donc particulièrement appropriées. Les injections de concentrations élevées de tc peuvent cependant entraîner la mort des individus (Meunier & Boivin, 1978 ; Beamish & McFarlane, 1987). Meunier & Boivin (1978) ont estimé qu’une concentration de 50 à 100 mg de tc par kilogramme de poids frais n’affecte pas la croissance ultérieure des individus. McFarlane & Beamish (1987) recommandent des injections de 25 à 35 mg de tc par kilogramme. Sur la base de plusieurs études issues de la littérature, il apparaît que des concentrations comprises entre 25 et 100 mg tc.kg-1, et particulièrement de 50 mg.kg-1 de poisson frais, sont acceptables (Meunier & Pascal, 1981 ; Babaluk & Campbell, 1987 ; Babaluk & Craig, 1990 ; Bumguardner, 1991 ; Hall, 1991 ; Murphy & Taylor, 1991). La concentration à injecter dépend aussi du taux de croissance spécifique, de la longévité et de la pc qui doit être marquée (Casselman, 1983). Des marquages multiples peuvent également être pratiqués en réalisant des injections sur les mêmes individus à des intervalles de plusieurs semaines, mois ou années.

Figure IV.A.2 - Marques de tétracycline () observées sur différentes pièces calcifiées. Toutes les images sont prises sous une lumière ultraviolette en épifluorescence en microscopie photonique (photos J. Panfili).
a) Otolithe entier d’une anguille (Anguilla anguilla) sous une lumière réfléchie. Échelle = 200 μm.
b) Vertèbre entière d’un sandre (Stizostedion lucioperca) sous une lumière réfléchie. Échelle = 1 mm.
c) Coupe d’un rayon dorsal de sandre (Stizostedion lucioperca) sous une lumière réfléchie. Échelle = 400 pm.
d) Détail du rayon dorsal précédent (c) du sandre (Stizostedion lucioperca) sous une lumière transmise.

Figure IV.A.3
Marquage interne par injection de tétracycline chez un tilapia africain (Sarotherodon melanotheron). Le poisson a été anesthésié auparavant. La solution est injectée de façon intrapéritonéale avec une concentration de 50 mg de tétracycline par kilogramme de poisson frais. Ce poisson avait été préalablement marqué extérieurement avec une marque T (fig. IV.A.1) (photo J. Panfili).
18Avant d’injecter un fluoromarqueur aux poissons, il est préférable de les anesthésier. Plusieurs produits anesthésiants sont couramment utilisés en aquaculture et sont donc disponibles. Le phénoxyéthanol (C8H10O2) à une concentration d’environ 3 ‰ est recommandé. La concentration à utiliser doit être testée au préalable car la sensibilité à de tels produits est fonction des espèces et/ou des tailles des individus.
1.2.1.2. Balnéation
19La balnéation est particulièrement utile pour les jeunes poissons auxquels il est impossible de faire des injections. Les larves ou les juvéniles sont alors baignés dans des solutions de concentration donnée et pour un temps donné. Dans la littérature, il existe de nombreuses références sur le sujet qui montrent l’utilisation d’une large gamme de concentrations et de durées entre lesquelles il est souvent difficile de faire un choix (tab. IV.A.2).
Tableau IV.A.2. - Concentrations des fluoromarqueurs et durées de l’immersion pour le marquage par balnéation des œufs et/ou des larves.

20Pour marquer un grand nombre de larves, certains auteurs recommandent d’augmenter les densités de poissons (Secor et al., 1991) ou d’accélérer le temps de balnéation en plongeant au préalable les larves dans une solution hyperosmotique (chlorure de sodium à 5 %) pendant quelques minutes, avant de les baigner dans de la tc à 1 % (Alcobendas et al., 1991). D’autres études montrent que les embryons peuvent être marqués dans l’œuf par balnéation (Tsukamoto, 1985 ; Ruhlé & Grieder, 1989 ; Muth & Bestgen, 1991). Pour les larves, les marquages multiples (même avec des incorporations de plusieurs fluorochromes) sont également possibles en leur faisant subir des bains successifs à intervalles de quelques jours (Tsukamoto, 1988 ; Hendricks et al., 1991). Il est important de noter que des concentrations de tc trop élevées peuvent tuer les larves (Nagiec et al., 1988).
21La technique d’immersion est relativement simple : les poissons sont mis dans de l’eau claire fortement oxygénée artificiellement, la concentration choisie de fluoromarqueur est alors ajoutée à l’eau et les poissons sont laissés dans ce bain pour une durée déterminée, puis le bassin est vidé et rempli avec de l’eau neuve (tab. IV.A.2). Cette procédure peut être adaptée en fonction de l’espèce et du matériel utilisé. Le facteur le plus critique pouvant affecter le succès du traitement semble être l’oxygénation de l’eau car les poissons sont dans ce cas particulièrement sensibles à un manque d’oxygène. La procédure décrite ci-après est généralement utilisable pour marquer des œufs et/ou les premiers stades larvaires avec de l’alizarine (Blom et al., 1994) :
la quantité de colorant en poudre nécessaire pour la concentration finale (solution du bain d’AC ou d’AR de 100 mg.l-1) est pesée et placée dans un bécher (une concentration d’AC de 50 mg.l-1 a aussi été démontrée comme suffisante dans plusieurs cas) ;
l’alizarine est dissoute dans de l’hydroxyde de potassium 1N jusqu’à ce que sa couleur passe d’un rouge-marron foncé à un rouge encore plus foncé tirant sur le bleu (à un pH d’environ 7,5-8,0 pour l’ac et l’ar) ;
cette première solution est diluée avec de l’eau distillée pour aboutir à une solution intermédiaire de travail de 50 à 100 ml avant la prochaine dilution ;
une dilution supplémentaire est opérée en ajoutant la dernière solution au bain utilisé pour marquer les poissons et pour atteindre la concentration finale choisie au départ (voir précédemment) ;
il est important de vérifier que le pH est inférieur à 9 dans le bain, de façon à éviter des mortalités supplémentaires. Si nécessaire, il faut ajouter de l’acide (e.g. HCl) pour diminuer le pH ;
comme le bain doit rester inchangé pendant la durée du marquage, il est essentiel de maintenir une saturation en oxygène au-dessus de 80 % pendant la durée du traitement, à l’aide d’une aération artificielle ;
la durée du marquage peut s’étendre de 12 à 24 h, après quoi les œufs et/ou les larves doivent être retirés du bain ou le bain remplacé par de l’eau neuve.
1.2.1.3. Incorporation dans la nourriture
22Cette technique, suggérée en premier par Weber & Rigway (1967), n’a pas trouvé beaucoup de partisans par la suite. Cependant, Nordeide et al. (1992) ont montré que cette méthode pouvait permettre le marquage d’un grand nombre d’individus en utilisant des aliments dans lesquels de la tétracycline avait été ajoutée à une concentration de 10 g d’otc par kilogramme de nourriture sèche. L’administration orale de fluoromarqueurs semble être efficace à des concentrations de 25 à 50 mg par kilogramme d’aliment pour la calcéine et la tétracycline, et de 50 mg.kg-1 pour l’alizarine complexone (Thomas et al., 1995). Ces auteurs ont démontré que la qualité du marquage est moins bonne avec l’alizarine qu’avec la calcéine ou la tétracycline.
1.2.1.4. Marqueurs fluorescents
23Les marqueurs fluorescents sont utiles dans les expériences de validation pour des échelles temporelles variées, de saisonnière à journalière, et pour tous les types de pc. Ils nécessitent l’utilisation systématique d’une lumière ultraviolette pour être révélés. Le taux de croissance d’une pc donnée va influencer le succès de ce type de marquage. Chez la morue ou le hareng par exemple, la croissance de l’otolithe avant l’éclosion est importante et c’est donc une bonne période pour effectuer un marquage. Les marques induites au stade de l’œuf sont en général facilement identifiées durant les stades larvaires et même pendant la phase juvénile (Blom et al., 1994). Dans le cas du hareng, les œufs démersaux sont faciles à faire incuber sur des lames de verre ou des feuilles de plastique : cela les rend particulièrement appropriés pour effectuer un marquage à ce stade avec de très faibles volumes de solution et en éliminant plus tard le problème de retrouver les œufs dans la solution. Ceci doit être rappelé car certains fluorochromes, et spécialement l’alizarine, sont chers à l’achat.
24Comme il a déjà été mentionné précédemment, les marquages multiples peuvent être utilisés, en particulier pour séparer des sous-populations ayant des caractéristiques différentes (Tsukamoto et al., 1989b). Il est toutefois important d’avoir une durée suffisante entre deux marquages successifs pour éviter un chevauchement éventuel des marques dû à une faible croissance pendant ce laps de temps (fig. IV.A.4). Pendant le stade larvaire, le taux de croissance précédant la période du marquage aura également une influence sur le succès de ce dernier. Par exemple, dans une expérience avec des larves de hareng âgées de 32 jours, le succès du marquage a varié de 10 à 55 % pour les groupes d’individus nourris avec des rations alimentaires minimales pendant les deux semaines qui ont précédé le marquage, alors que la réussite était de 100 % pour les groupes nourris à satiété pendant la même période (Folkvord et al., 2000). Dans les cas où le succès du marquage a été assez faible, la croissance de l’otolithe a été également très limitée avec des largeurs entre deux microstructures n’excédant pas un demi-micromètre.
25Pour les expériences de validation des cycles de croissance annuels, il est nécessaire de maintenir les poissons dans un milieu artificiel ou naturel pendant une période dépassant 12 mois. La longévité de la marque fluorescente est très bonne (particulièrement pour la tétracycline et la fluorescéine) sur les pc internes comme les otolithes ou les vertèbres, mais elle est plus courte sur les écailles à cause d’une détérioration de ces marqueurs photosensibles lorsqu’ils sont exposés à la lumière. Plusieurs auteurs ont décrit des expériences dont la durée a dépassé plusieurs années : par exemple, des civelles marquées à la tétracycline et relâchées dans le Rhin (France) ont présenté des marques fluorescentes sur leurs otolithes cinq ans après leur immersion (Meunier, 1994) ; Beamish & McFarlane (2000) ont aussi observé des marques de tétracycline sur les otolithes de Anoplopoma fimbria plus de vingt ans après que les poissons aient été marqués.

Figure IV.A.4
Exemple de marquage double avec de l’alizarine complexone sur une sagitta de larve de hareng (Clupea harengus) observée sous une lumière ultraviolette (a) et même otolithe observé sous une lumière transmise (b). Échelle = 20 μm (photos A. Folkvord).
1.2.2. Marques induites par la température sur les otolithes
26Il a été démontré que la température a un effet immédiat à la fois sur l’accroissement de l’otolithe et sur sa composition microstructurale (Mosegaard et al., 1987 ; Berghahn & Karakiri, 1990 ; Bergstedt et al., 1990 ; Volk et al., 1990 ; Munk & Smoker, 1993). Les formations, optiquement opaques ou translucides, sont censées refléter la composition en matière organique et la structure des cristaux d’aragonite. Les fluctuations de température vont alors laisser des traces caractéristiques au niveau des microstructures. Dans une expérience conduite en laboratoire, des manipulations contrôlées de température ont permis d’induire une séquence de discontinuités structurales caractéristiques, en fonction du taux de croissance attendu pour l’otolithe aux différentes températures (variations autour d’une base de 10 °C avec des pics de température à 14 °C ; fig. IV.A.5). Les fluctuations de température ont été utilisées pour créer des systèmes de « codes-barres » pour les stocks commerciaux de saumons et sur de très grands nombres d’individus (Volk et al., 1990, 1995). Brothers (1990) et Volk et al. (1999) ont écrit des synthèses très complètes sur les techniques de marquage thermique des otolithes.
1.2.3. Marques induites par un cycle lumineux sur les otolithes
27La calcification de l’otolithe est sous contrôle des alternances jour-nuit du cycle nycthéméral (Wright et al., 1992). Pour quelques espèces, des cycles de photopériode de 6h jour-6h nuit peuvent masquer la périodicité quotidienne de la formation des micro-accroissements, conduisant à la formation de zones indistinctes sur l’otolithe. Un exemple de marque induite par un cycle de photopériode de 6h jour-6h nuit chez un jeune saumon est montré sur la figure IV.A.6. Cette technique de marquage peut être aussi amplifiée en réchauffant la température de l’eau de 3 °C par rapport à la température ambiante durant la phase lumineuse de cycles sub-journaliers (fig. IV.A.7).

Figure IV.A.5
Exemple de marques induites par manipulation de température sur la sagitta d’un alevin de truite (Salmo trutta), manipulé à 135 degrés-jour après l’éclosion.
Les conditions de base sont une température de 11,5 °C et l’obscurité (photo H. Mosegaard).
a) Six périodes de manipulations avec 2 h à 14,5 °C et 6 h à 11,5 °C.
b) Quatre périodes de manipulation avec 2 h à 14,5 °C et 2 h à 11,5 °C.
La lumière était présente lors de la phase la plus chaude de chaque manipulation, m = marge de l’otolithe.

Figure IV.A.6
Exemple de marque induite par une période de 3 jours de cycle de photopériode de 6h jour-6h nuit chez un Salmo salar juvénile (photo P.J. Wright).

Figure IV.A.7
Exemple de marque (M) induite par la combinaison d’un cycle de photopériode de 6h jour-6h nuit avec une augmentation de la température de 3 °C pendant la phase lumineuse chez Gasterosteus aculeatus. Échelle = 10 μm (photo P.J. Wright).
1.2.4. Marquage chimique des otolithes (85Sr, Sr et lanthanides)
28Le marquage des otolithes en utilisant du 85Sr n’est pas très répandu, ceci étant dû en partie aux règles de sécurité concernant les travaux qui nécessitent des radio-isotopes. Dans une étude sur la dispersion des larves de corégone, Coregonus lavaretus, Lehtonen et al. (1992) ont marqué des larves fraîchement écloses avec du 85Sr dans une solution de 1 400 kBq.l-1 de 85Sr. La marque radioactive a pu être détectée dans les larves entières jusqu’à 60 jours après le marquage. La manière dont l’otolithe intègre le marqueur n’est pas claire et plusieurs études seraient encore nécessaires pour évaluer précisément la procédure de marquage qui conduirait à détecter systématiquement le strontium radioactif dans les otolithes.
29Des otolithes de larves et de juvéniles ont été marqués en modifiant la composition chimique de l’eau dans laquelle les poissons étaient élevés. Deux types de méthode ayant des principes opposés peuvent être employés. Le premier concerne l’ajout d’un élément relativement fréquent, comme le strontium (Sr), pour modifier le rapport Sr/Ca dans l’otolithe. Ainsi, le chlorhydrate de strontium a été utilisé pour marquer une ponte de saumon avec succès (Schroder et al., 1995). Une exposition de 24 h dans un bain de SrCl à des concentrations de 120 ppm ou plus conduit à des concentrations de strontium au moins cinq fois plus importantes dans les otolithes des animaux traités que chez les témoins. Les marques de Sr ont pu être détectées après 21 mois à l’aide de microsondes du type wds ou en microscopie électronique à balayage en rétrodiffusion (chap. VII). Pour la deuxième catégorie de technique, le marquage s’effectue également en immergeant les poissons dans des solutions contenant des quantités très élevées de métaux rares (lanthanides). Ces éléments sont normalement très rares dans les otolithes de poissons et un marquage avec différentes concentrations peut produire des groupes de marques uniques pour les différentes sous-populations traitées. Ennevor & Beames (1993) ont utilisé différentes concentrations et procédures pour marquer les pontes et les smolts des saumons coho (Oncorhynchus kisutch) avec du lanthanum et du cérium, et ces éléments ont pu être détectés jusqu’à 10 mois et demi après le traitement. Cependant, le mode d’incorporation de ces éléments rares dans les otolithes est incertain et, de plus, leur détection est très sensible aux outils analytiques utilisés pour révéler leur présence (chap. VII).
2. Élevage et aquaculture
30D’une façon générale, les expériences qui relâchent les poissons dans leur milieu naturel ou celles qui utilisent des conditions d’élevage extensif (mésocosmes), en procurant des conditions optimales pour la croissance et les comportements spécifiques, sont nettement préférables lors de l’étape de validation (Geffen, 1992). La meilleure approche pour valider est de laisser les poissons marqués dans le milieu naturel, comme cela a pu être réalisé dans le cas du pageot rose japonais (Tsukamoto et al., 1989a), de l’anguille du Rhin (Meunier, 1994) et du saumon du Pacifique (Volk et al., 1990, 1999). Cependant, comme un grand nombre d’individus doit être marqué pour espérer une recapture suffisante, l’expérience de validation nécessite d’obtenir les individus à partir de pontes récupérées ou provoquées, ou à partir de poissons capturés en nombre dans le milieu naturel (Geffen, 1992). Lorsqu’un élevage est nécessaire, des précautions particulières doivent être prises pour que les conditions soient les plus proches possibles du milieu naturel de l’espèce considérée (fig. IV.A.8). Pour ce faire, des enclos ou des bassins (fig. IV.A.8c, d) ont été utilisés dans plusieurs études mentionnées dans la littérature (Liew, 1974 ; Geffen, 1982 ; Simoneaux & Warlen, 1987).

Figure IV.A.8 - Différents types de système d’aquaculture utilisables dans les expériences de validation : d’un système complètement artificiel (a) à un environnement semi-naturel (f). L’expérience doit théoriquement refléter le plus possible le milieu naturel du poisson, a : bassins artificiels pour l’aquaculture en eau douce (université de Thammasat, Thaïlande) ; b : bassins en béton avec de l’eau douce soumis aux conditions climatiques locales (centre de recherches océanologiques, Layo, Côte-d’Ivoire) ; c : cages immergées dans une lagune d’eau saumâtre (centre de recherches océanologiques, Layo, Côte-d’Ivoire) ; d ; cages en mer ouverte (Research Institute for Marine Fisheries, Sulawesi, Indonésie) ; e : large bassin en béton ouvert sur un lagon (Albion Fisheries Research Center, île Maurice) ; f : étangs semi-naturels pour l’aquaculture en eau douce (centre national de recherche agronomique, Côte-d’Ivoire) (photos J. Panfili).
31Les conditions dans lesquelles les expériences de validation sont conduites doivent être particulièrement contrôlées et maîtrisées car des facteurs comme l’apport exogène d’aliments, la fréquence de ces apports, le volume du milieu d’élevage et la température peuvent affecter, chacun à leur niveau, le taux de croissance des poissons et la périodicité des dépôts sur les pc (Geffen, 1982 ; Neilson & Geen, 1982 ; Radtke & Dean, 1982 ; McGurk, 1984 ; Al-Hossaini & Pitcher, 1988). Lors d’expériences en laboratoire, une périodicité de dépôt inférieure à la journée a été expliquée par l’incapacité d’obtenir en captivité les forts taux de croissance observés dans la nature (Al-Hossaini & Pitcher, 1988). Les conditions d’élevage en laboratoire conduisent souvent à des stress artificiels, à la formation de micro-accroissements sub-journaliers et à des interruptions ou à des discontinuités de croissance (Pannella, 1980 ; Morales-Nin, 1987a). Les poissons élevés sous des conditions de température constante ou sous une période lumineuse variable présentent sur leurs otolithes des zones-D et des zones-L moins distinctes que les poissons élevés à l’extérieur (Geffen, 1982 ; Campana, 1984). Pour toutes ces raisons, les expériences de validation devraient être conduites à la fois dans des conditions de laboratoire et dans des conditions naturelles, ou seulement en milieu naturel (Geffen, 1982 ; Gjosaeter et al., 1984 ; Campana & Neilson, 1985).
3. Traitement des données
32Le traitement statistique des données issues des expériences de validation est relativement simple. En général, la relation entre le nombre de jours écoulés après le marquage et/ou le début de l’élevage et le nombre de marques de croissance sur la pc analysée est calculée en suivant un modèle de régression linéaire :
33(IV.A.1) nombre de marques = a • nombre de jours de croissance + b où a est la pente et b est l’ordonnée à l’origine de la régression.
34L’étape suivante de l’analyse consiste à tester si la pente diffère de façon significative d’une pente égale à 1 (a = 1) et si l’ordonnée à l’origine est égale à 0 (b = 0). Le test de signification utilise la plupart du temps un test t de Student. Plusieurs résultats peuvent être obtenus, par exemple, dans le cas de microstructures :
si a = 1 et b = 0, les marques comptées sont liées au nombre de jours de l’expérience. La validation est positive et accomplie ;
si a = 1 et b ≠ 0, le rythme des dépôts correspond au nombre de jours de l’expérience mais ne débute pas dès le premier jour ;
si a ≠ 1 et b ≠ 0, il n’existe pas de relation directe entre le nombre de marques de croissance et le nombre de jours et le dépôt n’est donc pas journalier. Cependant, si un changement dans la fréquence des dépôts semble apparaître, des tests séparés peuvent être effectués pour chaque intervalle de groupe d’âge pour vérifier si le rythme de dépôt n’est pas journalier pendant un intervalle. Ceci est particulièrement nécessaire lorsque les taux de dépôt initiaux sont inférieurs à un par jour mais augmentent par la suite. Si tous les micro-accroissements sont inclus dans une telle analyse, le résultat montrera une sous-estimation du taux de dépôt aux stades (âges) concernés et pour lesquels ils auraient dû être quotidiens.
35La méthode présentée précédemment est la seule justification statistique possible pour les dépôts d’accroissements quotidiens. Cependant, cette approche, ne rejetant pas une hypothèse de travail nulle, ignore la source potentielle d’erreur de type II et conclut que les accroissements sont formés quotidiennement alors qu’ils peuvent ne pas l’être en réalité. La probabilité d’éviter une erreur de type II peut être mesurée en calculant la puissance statistique du test. En calculant cette puissance pour la régression du comptage des microstructures dans le temps, on peut ainsi déterminer s’il est vraisemblable qu’une différence significative de la pente pourrait être détectée si elle existait réellement et ainsi juger de la pertinence de la conclusion d’un dépôt quotidien. Les méthodes pour calculer les puissances statistiques des régressions sont maintenant largement répandues dans les logiciels de statistique. Rice et al. (1987) ont écrit une synthèse très utile sur cette question.
B. Validation semi-directe
J. Panfili, B. Morales-Nin
36L’une des méthodes de validation les plus utilisées, la validation semi-directe, consiste à observer l’évolution des zones marginales d’une pc au cours du temps. C’est une méthode puissante qui nécessite l’observation de séries chronologiques régulières de marques de croissance sur la période considérée, en fonction du rythme de dépôt qui doit être mis en évidence (journalier, saisonnier ou autre), et sur un grand nombre d’individus. Cette méthode consiste à choisir une marque donnée et, en observant le bord de la pc, à suivre sa formation au cours du temps pour une population donnée. Le résultat sera exprimé comme une moyenne et/ou un pourcentage d’observations au niveau de la population. La marque de croissance sélectionnée doit être suffisamment précise pour permettre la détection de sa formation à l’extrême bord de la pc, ce qui peut parfois se révéler délicat et difficile. La validation semi-directe est en général utilisée pour étudier les rythmes saisonniers des dépôts ; deux types de méthode sont envisageables, l’une utilisant des données qualitatives et l’autre des données quantitatives.
1. Données qualitatives et/ou quantitatives ?
1.1. Données qualitatives
37Cette méthode consiste à évaluer la présence ou l’absence d’une marque de croissance donnée sur le bord d’une pc et à exprimer les résultats sous la forme de pourcentages pour la population étudiée. L’évolution de ce pourcentage au cours du temps est alors tracée : la figure IV.B.1 montre le résultat pour un seul cycle de croissance annuel (fig. IV.B.1a) et pour deux cycles consécutifs de croissance annuels (fig. IV.B.1b). Le deuxième cas de figure est beaucoup moins commun dans les zones tempérées mais il a déjà été observé pour des espèces de poissons tropicaux (Yosef & Casselman, 1995). En Amérique du Nord, un système de codification de la marge des pc, présenté en premier par Casselman (1987) et amélioré ensuite par Casselman (1996), est maintenant largement utilisé pour les validations qualitatives semi-directes.

Figure IV.B.1 - Graphique théorique de l’évolution au cours du temps (deux années consécutives) du pourcentage de bords opaques, du pourcentage de bords translucides et de la distance marginale sur une pc. Ces exemples sont complètement artificiels et ne sont donc pas des observations issues du milieu naturel. La nature du bord, opaque ou translucide, est déterminée macroscopiquement. La distance marginale correspond à la distance entre le début de la dernière zone opaque et le bord de la pc.
a) Graphique théorique de l’apparition d’un cycle annuel. La zone opaque est déposée à la fin de chaque année (son pourcentage est maximal) tandis que la zone translucide est totalement formée en août. Pour certaines pc, l’évaluation de la nature du bord n’est pas possible et la somme des pourcentages (opaque + translucide) diffère donc de 100 % (e.g. juillet de l’année 1). La distance marginale suit l’évolution des pourcentages au cours du temps.
b) Graphique théorique de l’apparition de deux cycles annuels. Les zones opaques sont déposées vers le mois de mai et à la fin de chaque année (pourcentages maximaux) tandis que les zones translucides sont déposées en avril et en août. Une variation inter-annuelle est observée avec un certain glissement de la période des dépôts d’une année à l’autre : la première zone opaque est totalement déposée en mars la première année et en avril la seconde année. Pour certaines pc, l’évaluation de la nature du bord n’est pas possible et la somme des pourcentages (opaque + translucide) diffère donc de 100 % (e.g. mars de l’année 1). La distance marginale suit l’évolution des pourcentages au cours du temps.
1.2. Données quantitatives
38Cette méthode consiste à mesurer les distances séparant les dernières marques de croissance sur le bord d’une pc. L’axe de mesure choisi et la description des marques utilisées doivent être rigoureusement standardisés. La distance marginale absolue (amd) est la distance séparant la dernière marque du bord de la pc (fig. IV.B.2). La distance marginale relative (rmd) est le rapport de la distance marginale absolue sur la distance séparant les deux dernières marques (Di,i-1) (fïg. IV.B.2) :


Figure IV.B.2
Aspect des bords des sections transversales colorées des otolithes de Colossoma macropomum (Serrasalmidae). AMD, distance marginale absolue ; Di,i-1, distance entre la dernière zone i et la précédente zone i-1. La distance marginale relative est alors RMD = AMD/Di,i-1. Échelle = 500 μm (photos J. Panfili)
a) Zone colorée sur le bord de l’otolithe d’un poisson de 455 mm (LS) capturé en septembre dans les eaux boliviennes.
b) Zone non colorée sur le bord de l’otolithe d’un individu de 457 mm (LS) capturé en mars dans les eaux boliviennes.
39L’utilisation de l’amd est recommandée lorsque l’on travaille séparément sur des classes d’âge (ou de marques) différentes. Les différences de taux de croissance entre les individus sont ainsi directement prises en compte. La variable rmd, qui est parfois exprimée en pourcentage, intègre et compense les effets de la diminution de la croissance avec l’âge : elle est moins sensible aux variations des taux de croissance car les mesures sont relatives (fig. IV.B.3). Il est souvent plus difficile de suivre un cycle avec l’amd qu’avec la rmd. En général, les données quantitatives extraites de la marge d’une pc ne peuvent pas être mesurées pour les individus de la première année (sans marque de croissance saisonnière), sauf s’il a été démontré par ailleurs que la date de naissance des individus correspond exactement à la date de formation des marques de croissance choisies. Sinon, cette méthode quantitative ne peut être utilisée que pour les poissons ayant au moins une année de vie.

Figure IV.B.3
Graphique théorique de l’évolution au cours du temps (deux années consécutives) de la distance marginale de la dernière marque de croissance sur une pièce calcifiée. La distance marginale relative (en pourcentage) est la division de la distance entre le début de la dernière marque de croissance et le bord (AMD) par la largeur de la dernière marque entière (Di,i-1). La marque est totalement formée à la fin de chaque année (largeur maximale). Le signal est plus clair pour la distance relative que pour la distance absolue car, dans ce dernier cas, toutes les classes d’âge sont mélangées et la diminution de la croissance avec l’âge n’est donc pas prise en compte.
1.3. Exemples d’études de validation semi-directe
40Un exemple est donné ici et concerne l’observation de la marge de sections colorées d’otolithes de Colossoma macropomum (Serrasalmidae) du bassin du Mamoré (Amazonie bolivienne). Pour les données qualitatives, l’otolithe est soit coloré (fig. IV.B.2a) soit non coloré (fig. IV.B.2b). Il peut être parfois assez difficile d’interpréter le bord de l’otolithe à cause d’une accumulation de colorant à l’interface résine-otolithe. Pour les données quantitatives, l’axe de mesure et les points précis de mesure de la marque de croissance (début, milieu, fin) doivent être clairement définis et standardisés au départ. Dans l’exemple présenté, le début d’une zone colorée est choisi comme point de mesure. Cependant, les largeurs des zones mesurées peuvent varier car un anneau de croissance est en fait constitué de plusieurs bandes chromophiles (fig. IV.B.2a). La validation semi-directe appliquée aux otolithes de C. macropomum a permis de montrer que les zones colorées sont déposées annuellement et correspondent à la saison sèche dans les eaux douces de l’Amazonie bolivienne (Loubens & Panfili, 1997).
41La méthode d’analyse des accroissements marginaux a été très souvent utilisée pour déterminer les périodes de formation de marques de croissance annuelles sur tous les types de pc (écailles, otolithes, vertèbres, rayons de nageoires) pour des espèces de Téléostéens de régions tempérées (Beall & Davaine, 1988 ; Robert & Vianet, 1988 ; Crawford et al., 1989 ; Schramm, 1989 ; Vianet et al., 1989 ; Mann & Beaumont, 1990 ; Fletcher, 1991 ; Haies & Hurley, 1991 ; Hyndes et al., 1992 ; Tserpes & Tsimenides, 1995 ; Pearson, 1996 ; Machias et al., 1998 ; Vilizzi & Walker, 1999, inter alia), de Téléostéens tropicaux (Loubens, 1978 ; Cayré & Diouf, 1983 ; Davis & Kirkwood, 1984 ; Sosa-Nishizaki et al., 1989 ; Loubens & Panfili, 1992, 1997, 2000 ; Crabtree et al., 1995 ; Yosef & Casselman, 1995 ; Fabre & Saint-Paul, 1998 ; Chung & Woo, 1999 ; Morales-Nin et al., 1999), pour les espèces profondes (Massutí et al., 1994 ; Gordon & Swan, 1996 ; Morales-Nin et al., 1996b) et même pour les requins (Lessa et al., 1999).
42La validation semi-directe des micro-accroissements journaliers a été largement moins utilisée mais elle a pu être testée dans quelques cas (Tanaka et al., 1981 ; Ré et al., 1985 ; Geffen, 1987 ; Gartner, 1991). Cette méthode n’a pas été souvent utilisée car elle est techniquement plus compliquée à mettre en œuvre, impliquant aussi des méthodes lourdes de préparation des otolithes (e.g. lames minces, meb) et de forts grossissements pour l’observation (nécessitant le meb plutôt que le microscope photonique et son faible pouvoir de résolution).
2. Problèmes d’interprétation du bord des otolithes
43Toutes les études ayant utilisé la validation semi-directe à partir des otolithes ont mentionné des difficultés pour évaluer la nature du bord de l’otolithe : opaque ou translucide, coloré ou non coloré, etc. Cela peut parfois aboutir à un certain nombre d’otolithes « non interprétables » au cours de l’analyse. Trois hypothèses explicatives peuvent être avancées lorsque l’on observe des otolithes entiers :
l’otolithe est plus épais dans sa zone centrale que sur ses bords où les marques sont moins claires et moins bien contrastées. Sous une lumière transmise, le bord de l’otolithe peut être très réfringent (fig. IV.B.4a). Lorsque c’est le cas, l’otolithe devrait être observé après une préparation (e.g. en section épaisse) pour améliorer l’observation des bords ;
l’interprétation de la nature du bord se réfère toujours à l’observation des marques précédentes (e.g. opaques et translucides) et la densité relative de ces marques peut varier suivant la région d’observation sur l’otolithe ;
le taux de croissance est variable en fonction des différents champs de l’otolithe (e.g. antérieur, postérieur, dorsal, ventral) et conduit à des marques de croissance plus épaisses sur certains axes préférentiels (fig. IV.B.4b). L’observation est alors différente en fonction du champ considéré et il est nécessaire de définir au préalable des critères précis d’interprétation (continuité d’une marque sur l’ensemble de l’otolithe, présence ou absence de la marque dans une région donnée). Pour les poissons âgés, la croissance est souvent limitée aux faces interne et dorso-ventrale et les marques de croissance ne sont alors visibles que dans ces champs, la face externe ne pouvant être utilisée pour les analyses.
44Ces remarques sont également valables pour l’observation des micro-accroissements des otolithes car les plus périphériques tendent aussi à être moins discernables (fig. IV.B.4c).

Figure IV.B.4 - Difficultés pour interpréter l’aspect du bord des otolithes. A, antérieur ; D, dorsal ; I, interne ; P, postérieur ; V, ventral (photos J.Panfili).
a) Otolithe entier d’une plie (Pleuronectes platessa) observé sous une lumière transmise. Le bord de l’otolithe est particulièrement réfringent et il est très difficile à interpréter. Échelle = 2mm.
b) Otolithe entier d’une anguille européenne (Anguilla anguilla) observé sous une lumière réfléchie. L’aspect du bord est opaque sur la face antéro-ventrale et il est plus translucide sur la face postéro-dorsale. Ceci peut être expliqué par deux facteurs : (1) la réduction de l’épaisseur de l’otolithe sur le bord et (2) les différences de taux de croissance entre les faces. Échelle = 500μm.
c) Lame mince transversale de l’otolithe de Selar boops observée sous une lumière transmise. L’interprétation du bord devient difficile pour les micro-accroissements les plus proches du bord qui perdent alors leur contraste. Échelle = 20 pm.
C. Validation indirecte
B. Morales-Nin, J. Panfili
45Les méthodes de validation indirecte sont basées sur des comparaisons d’informations qui appuient l’interprétation de l’âge mais qui ne valident pas sensu stricto la périodicité des dépôts sur les pc. Les méthodes les plus couramment employées sont basées sur l’information issue de l’analyse des distributions de fréquence de taille qui sont également utilisées en routine dans les études de pêcheries. Ces méthodes ont été mises au point à l’origine au cours du xixe siècle et ont eu un deuxième pic de popularité avec l’avènement des ordinateurs bon marché et le développement de logiciels spécifiques. Les autres méthodes sont basées sur les informations en âge issues de l’analyse des pc au niveau saisonnier ou journalier.
1. Comparaison avec les distributions de tailles
46Les méthodes basées sur l’analyse des compositions en taille des captures conduisent à identifier les différents groupes d’âge présents, en se basant sur l’hypothèse que chaque groupe d’âge possède une distribution gaussienne des tailles individuelles et une taille modale qui lui est propre. Petersen (1891) a été le premier à identifier les modes correspondant aux groupes d’âge dans les distributions de longueurs. La classe d’âge 0 correspond au mode de la plus petite taille présente dans les échantillons collectés après la période de reproduction, alors que le mode suivant correspond à la classe d’âge I, etc. (fig. IV.C).
47Depuis lors, de nombreuses méthodes ont été développées pour identifier les classes d’âge dans une distribution de longueurs donnée. Celles-ci incluent :
des méthodes graphiques qui identifient des groupes de points obtenus par transformation mathématique des fréquences en longueurs correspondant aux classes d’âge (Cassie, 1954 ; Bhattacharya, 1967) ;
des méthodes statistiques qui utilisent les rapports de maximum de vraisemblance (Hasselblad, 1966), combinées avec des informations antérieures concernant le nombre de classes d’âge présentes et leur longueur moyenne (McDonald & Pitcher, 1979) ou incorporant d’autres informations biologiques (Schnute & Fournier, 1980, inter alia).
48Si les clés âge-longueur issues de la lecture des pc sont disponibles pour les mêmes échantillons que ceux utilisés pour l’analyse des fréquences de taille, les distributions de longueurs pour chaque classe d’âge, estimées à partir des pc, peuvent être comparées avec les distributions observées, au moyen d’un test khi2.
49L’utilité de ces méthodes statistiques pour la décomposition des groupes d’âge à partir des distributions de fréquence est limitée lorsque (a) l’espèce présente une période de reproduction très longue et/ou (b) il existe une très forte variabilité dans les taux de croissance, qui augmente en général avec l’âge. Les deux conditions précédentes entraînent un chevauchement des longueurs observées entre les différents groupes d’âge et nuisent à l’identification de ces groupes. Les méthodes basées sur les distributions de longueurs ne peuvent donc être fiables que pour les premiers groupes d’âge ou pour les espèces à faible longévité.

Figure IV.C
Principe de la méthode d’analyse des fréquences de taille avec un jeu de données hypothétique présentant les distributions de fréquence pour trois échantillons capturés à trois périodes différentes (t, t+1, t+2). Au temps t, il existe trois classes d’âge (At, A1t, A2t) ayant chacune des distributions normales de fréquence de taille. L’hypothèse de base de l’analyse suppose qu’au temps t+1, les âges deviennent égaux à At+1, A1t+1 et A2t+1 et qu’au temps t+2, les âges deviennent égaux à At+2, A1t+2 et A2t+2. Il faut noter qu’au temps t+2, une nouvelle classe d’âge apparaît dans la population. Les lignes traversant les graphiques suivent les progressions modales hypothétiques des longueurs pour chaque classe d’âge.
50Une autre approche vise à calculer directement les paramètres de l’équation de croissance de von Bertalanffy à partir des fréquences de taille (Pauly & David, 1981 ; Casselman, 1987) et à les comparer avec les paramètres de croissance obtenus avec les clés taille-âge issues de la lecture des pc.
2. Méthodes utilisant d’autres informations sur l’âge
51Lorsqu’une classe d’âge exceptionnelle (e.g. faible ou abondante en nombre d’individus) peut être suivie pendant une longue période de temps, elle peut servir de base de référence pour indiquer que la méthode de lecture de l’âge est exacte. La force ou la faiblesse d’une classe d’âge donnée sera très rapidement perdue si la méthode d’estimation de l’âge est incorrecte car les âges seront attribués aux mauvaises classes (Eltink & Kuiter, 1989). Cependant, un biais propre à un lecteur, qui est défini comme l’attribution subjective d’un âge en fonction de l’existence d’une classe d’âge particulièrement identifiable, aura vraisemblablement un effet sur les résultats en termes d’âge. Ce biais peut être évité en utilisant l’ensemble des pc d’une cohorte exceptionnelle échantillonnée avec un nombre d’individus constant et au cours de plusieurs années consécutives. L’analyse de ce genre de donnée pourra déterminer si une pc provenant d’une cohorte exceptionnelle peut être utilisée dans les ateliers de lecture pour estimer la précision, l’exactitude et les différents biais de lecture (relatifs ou absolus) d’une méthode donnée de lecture d’âge : un exemple a été présenté par l’ices (1999) pour le chinchard commun. Cela peut permettre également de tester les effets d’erreurs d’estimation de l’âge sur la gestion des stocks.
52Il est maintenant établi de façon claire que l’observation des marques de croissance journalières peut assister et aider l’interprétation des macrostructures des otolithes (voir synthèse dans Arneri et al., 1998). Le comptage au microscope des micro-accroissements a déjà été utilisé pour vérifier directement qu’une zone opaque et une zone hyaline représentaient bien un annulus (Victor & Brothers, 1982). Cette approche de vérification est cependant limitée par :
le problème pour détecter au microscope ces microstructures pour les poissons de plus de une année ;
la nécessité de valider au préalable la périodicité quotidienne des micro-accroissements considérés ;
la difficulté pour identifier les macrostructures (annuli) avec les forts grossissements nécessaires pour l’observation des microstructures. A cause de ces différents problèmes, les accroissements journaliers sont normalement utilisés pour valider seulement la formation du premier annulus.
53Une méthode alternative intéressante consiste à suivre une cohorte unique de juvéniles, recrutée pendant une même année, à partir d’échantillons collectés pendant une période donnée à des intervalles de temps précis, à compter les micro-accroissements sur les otolithes et à comparer les résultats avec le nombre de jours séparant les différents échantillons. La régression linéaire entre les dates de capture et la moyenne des estimations d’âge en nombre de jours pour les échantillons doit avoir une pente égale à 1 s’il existe un dépôt journalier des microstructures (Hoedt, 1992). Cette méthode suppose qu’il n’existe pas de phénomène de migration dans ou hors de la zone d’échantillonnage.
54Lorsque l’âge de poissons juvéniles est estimé grâce aux micro-accroissements quotidiens de leurs otolithes, leur date de naissance peut être déterminée rétrospectivement à partir de leur date de capture et de leur âge en nombre de jours. S’il existe une bonne correspondance entre la période de reproduction et la date de naissance rétrocalculée, la nature d’un dépôt quotidien des accroissements est ainsi confortée (Morales-Nin & Aldebert, 1997).
D. Vérification
B. Morales-Nin, J. Panfili
55L’étape de vérification permet de contrôler le processus d’interprétation de l’âge à partir des pc, i.e. la répétitivité et/ou la précision des interprétations en termes de valeurs chiffrées, qui peuvent être parfois différentes des âges réels. Par exemple, si deux lecteurs sont d’accord sur le nombre de marques présentes dans une pc, ou si deux pc différentes du même poisson sont interprétées avec le même nombre de marques de croissance, l’étape de vérification est accomplie (Wilson et al., 1983). Des indices de précision sont alors facilement générés et donnent ainsi des informations utiles sur les sources d’erreurs potentielles dans les études d’estimation de l’âge. Les applications les plus courantes concernent les comparaisons d’estimations entre les lecteurs et/ou entre les méthodes employées (Secor & Dean, 1989). Les indices calculés peuvent également servir à juger de la difficulté du processus d’estimation de l’âge pour différentes espèces et à rejeter, par exemple, les échantillons de qualité douteuse (Campana & Jones, 1992). Toutefois, un accord entre les lectures de différentes pc signifie simplement que la formation des marques correspond à des évènements majeurs dans la vie des individus et, en aucun cas, il ne peut servir à calculer la fréquence des dépôts sur une base temporelle.
1. Différentes lectures réalisées par un ou plusieurs lecteurs : biais d’uniformité
56Lors de l’interprétation d’une pc, il est toujours nécessaire de la lire plus d’une fois de façon à réduire une certaine part de la subjectivité propre au lecteur. Pour garder une certaine indépendance entre les différentes lectures, toutes les données individuelles (e.g. taille, date de capture, etc.) ne doivent pas être connues à l’avance par le(s) lecteur(s). Plusieurs indices et tests statistiques sont disponibles pour déterminer le niveau d’accord entre les lectures. L’une des méthodes les plus simples consiste à comparer les résultats de plusieurs lectures effectuées par un ou plusieurs lecteurs pour la même pc. Le pourcentage d’accord (pa) peut être calculé : il est égal au rapport du nombre de lectures identiques sur le nombre total de lectures (en pourcentage). Le pa dépend cependant de la longévité de l’espèce considérée : un pa de 95 % sur une année entre deux lecteurs pour la morue du Pacifique indiquerait une faible précision des lectures, étant donné le faible nombre de classes d’âge dans la pêcherie ; en contrepartie, un pa de 95 % sur cinq années indiquerait une bonne précision pour une espèce comme l’aiguillat commun (Squalidae), étant donné sa longévité qui atteint 60 ans (Beamish & Fournier, 1981). Ces derniers auteurs ont ainsi proposé l’utilisation de l’indice appelé pourcentage moyen d’erreur (pme) :

57où Xij est la ième estimation d’âge du jème poisson, est l’âge moyen du jème poisson et R le nombre de fois que l’on donne un âge à chaque poisson. Lorsque la moyenne est faite à partir de plusieurs poissons, on obtient un indice sous la forme de pme moyen. Chang (1982) a suggéré d’incorporer un écart type dans l’équation précédente plutôt que d’observer la variance sur l’âge moyen. La nouvelle équation qui en résulte donne l’estimation du coefficient de variation (cv), et ne suppose donc pas que l’écart type est proportionnel à la moyenne :

58Le cv peut être moyenné pour un certain nombre d’individus et l’on obtient ainsi un cv moyen. Il est statistiquement plus robuste que le pme et aussi plus souple à utiliser (Kimura & Lyons, 1991). Cependant, il n’existe pas de valeur seuil du cv pour accepter ou rejeter les résultats des lectures, car il est fonction de l’espèce considérée ainsi que de la gamme d’âges représentés. Laine et al. (1991) ont suggéré comme limite une valeur maximale de 5 % pour le CV pour considérer que les lectures sont acceptables.
59Des efforts considérables sont entrepris par les comités internationaux pour standardiser les processus de lecture d’âge. Des programmes d’échanges et des ateliers de lecture ont été organisés dans ce sens (Eltink et al., 2000). Les résultats des lectures peuvent maintenant être analysés en utilisant des feuilles de calcul spécialement développées (Eltink, 1994, 1997).
60Pour la lecture des microstructures journalières des otolithes, il est recommandé de faire une double lecture par un même lecteur, d’abord depuis le primordium vers le bord et ensuite à l’inverse, du bord vers le primordium, sur le même axe de croissance (Campana, 1992). Pour l’échantillon considéré, si aucune différence significative n’est trouvée entre ces deux lectures à l’aide d’un test t pour échantillons appariés, la moyenne des lectures peut être utilisée comme valeur de l’âge (Campana & Jones, 1992). Ces derniers auteurs ont aussi suggéré d’utiliser une pondération pour permettre de prendre en compte la crédibilité des lectures individuelles.
2. Différentes lectures réalisées à partir de plusieurs pièces calcifiées
61Si la formation des marques de croissance est causée par des évènements majeurs au cours de la vie des individus, elles doivent se retrouver sur toutes les pc de l’échantillon considéré. Les différentes lectures de plusieurs pc doivent donc aboutir aux mêmes résultats. Dans le but de comparer ces résultats, les mêmes indices que ceux décrits dans le chapitre précédent (chap. IV.D.1), pme et/ou cv, sont utilisés. Un autre test de comparaison de deux lectures de pc différentes (e.g. otolithes vs vertèbres) consiste à préparer une table de contingence (tableau croisé) à double entrée et à opérer un test de symétrie (Hoenig et al., 1995).
62Même si les otolithes droit et gauche sont en général similaires (sauf chez les poisons plats, chap. II.A), la lecture devrait toujours concerner les otolithes du même côté pour éviter d’éventuels biais. Si toutefois un problème d’interprétation survient, l’otolithe restant de l’autre côté peut être utilisé.
3. Tendance dans les patrons de croissance
63Un autre critère de vérification peut être représenté par la régularité de formation des marques de croissance. La largeur de chacune des marques doit montrer une diminution des taux de croissance avec l’augmentation de l’âge. Cette décroissance plus ou moins linéaire des intervalles entre les marques saisonnières représente le fondement des méthodes d’estimation de l’âge (May, 1965). De plus, si leur formation est une réponse à des évènements environnementaux, un synchronisme doit être observé à l’échelle de la population. La régularité des patrons de croissance peut ainsi être démontrée en traçant le graphique de la fréquence des distances entre le centre de la pc et la marque considérée pour toutes les pc (fig. IV.D.1) et en testant la normalité des distributions par un test de Kolmogorov-Smirnov.

Figure IV.D.1
Distances des trois premiers anneaux des otolithes de Salpa salpa, mesurées sur des rayons depuis le centre vers chaque anneau (R1, R2, R3). Les anneaux présentent des distributions normales et une tendance à une diminution de la croissance (de leur rayon) avec l’âge.
64Une autre méthode utilisant les tendances dans les patrons de croissance consiste à comparer les tailles aux âges obtenues directement à partir de la lecture des pc avec les tailles rétrocalculées à chaque âge (chap. V.A.2). Les longueurs aux âges observées à partir de l’interprétation des pc doivent être calculées à l’aide de poissons échantillonnés pendant la période de formation des marques (translucide, opaque, discontinuité, etc.) considérées pour le rétrocalcul. Autrement, la taille à un âge donné correspond à une période d’une année complète pour un groupe d’âge donné tandis que la taille rétrocalculée correspond obligatoirement à un moment donné de l’année (lors de la formation de la marque mesurée) : ceci entraîne des différences à la fois pour les tailles moyennes et les écarts types.
4. Exactitude et précision
65L’exactitude correspond à la proximité d’une estimation quantitative (valeur mesurée ou calculée) par rapport à sa vraie valeur (fig. IV.D.2).

Figure IV.D.2
Exactitude et précision dans les études de sclérochronologie.
Les résultats des estimations d’âge (carrés noirs) sont tracés par rapport à la vraie valeur de l’âge (intersection des axes X et Y).
L’exactitude correspond à la proximité par rapport à la vraie valeur tandis que la précision correspond à la proximité de mesures répétées.
66La précision correspond à la proximité de mesures répétées de la même quantité (fig. IV.D.2). Pour des mesures techniques sans biais, la précision implique aussi de l’exactitude mais les deux termes ne sont pas équivalents. Dans toute étude d’estimation de l’âge, il est théoriquement nécessaire de calculer chacun de ces deux paramètres de façon à les améliorer à chaque étape de la méthode utilisée. Cependant, les estimations exactes n’ont pas besoin d’être précises et vice versa (Campana & Moksness, 1991). Ainsi, un âge moyen peut être exact alors que les observations individuelles qui conduisent à son estimation ne sont pas précises. À l’opposé, et c’est souvent le cas dans les études sur l’âge, les estimations peuvent être précises (entre les lecteurs ou pour le même lecteur) mais pas nécessairement exactes (Campana & Jones, 1992).
Auteurs
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E-mail : wrightp@marlab.ac.uk
ird, centre de recherche halieutique méditerranéenne et tropicale, BP 171, 34203 Sète Cedex, France
E-mail : panfili@ird.fr
University of Bergen, Department of Fisheries and Marine Biology Bergen High Technology Center, 5020 Bergen, Norway
Tél. : +47 55584456 - Fax : +47 55584450
E-mail : arild.folkvord@ifm.uib.no
Danish Institute for Fisheries Research, Charlottenlund Castle, 2920 Charlottenlund, Denmark
Tél : +45 33 96 34 61 - Fax : +45 33 96 33 33
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