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Biotechnologies du palmier dattier

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Frédérique Aberlenc-Bertossi

Partie 3. Intérêts et limites de la micropropagation du palmier dattier

Production de vitroplants de palmier dattier à l’échelle pilote

Schémas de production et traitement des contraintes

Lotfi Fki, W. Kiaa, N. Sahnoun, Neila Bouaziz, R. Masmoudi et Noureddine Drira

Texte intégral

Introduction

1Le palmier dattier, Phœnix dactylifera L., est la composante principale de l’écosystème oasien très fragile. Il occupe une place stratégique dans l’économie du sud tunisien en faisant vivre, au moins, un million d’habitants grâce à la production de dattes dont le tiers fait l’objet d’un commerce mondial aux revenus considérables d’une valeur d’environ 100 millions de dollars. Il permet, dans un milieu saharien très sévère et très hostile, le maintien d’un équilibre essentiel au développement rural en assurant la sédentarité des populations.

2Actuellement, les palmeraies, surtout les anciennes, sont âgées, faiblement productives, constituées de beaucoup de génotypes sans réelles valeurs commerciales. Certaines variétés de haute qualité dattière (Menakher, Bou-Feggous…) sont menacées de disparition par manque de rejets. Les bons pollinisateurs se trouvent sous forme d’individus et sont souvent dépourvus de rejets, d’où le problème de multiplication par les méthodes traditionnelles.

3De plus, l’extension du Bayoud, maladie mortelle du dattier, qui a pris des proportions inquiétantes et dangereuses en décimant la palmeraie marocaine et une grande partie de celle de l’Algérie, ne cesse de progresser vers de nouvelles régions et menace, à l’heure actuelle, l’ensemble des régions phœnicicoles (Fernandez et al., 1995). La seconde maladie mortelle du palmier dattier connue sous le nom de « maladie des feuilles cassantes » a fait son apparition depuis 1986 et dont l’agent causal demeure encore inconnu. Elle a déjà touché, jusqu’en 2003, plus de 36 000 pieds. Elle constitue ainsi une véritable menace pour la palmeraie tunisienne (Triki et al., 2003).

4Cette situation de la phœniciculture tunisienne impose, avec acuité, la mise en œuvre de nouvelles techniques d’amélioration, de multiplication rapide et de conservation de cette espèce. L’utilisation des procédés biotechnologiques fondés sur les techniques de culture de tissus, constitue, sans doute, la voie privilégiée capable d’apporter des solutions, dans des délais raisonnables, aux différents problèmes posés (Akhtar et Jain, 2000).

5Le clonage in vitro du palmier dattier a fait l’objet de nombreuses publications scientifiques (Drira, 1983 ; Drira et Benbadis, 1985 ; Ferry et al., 1998). Les coefficients de multiplication souhaités sont encore loin d’être atteints pour plusieurs cultivars, et il reste beaucoup à faire en ce qui concerne l’amélioration génétique de cette espèce tant par les méthodes conventionnelles que par le biais des biotechnologies.

6L’objectif de notre travail de recherche est le développement de méthodes de multiplication végétative in vitro peu coûteuses pouvant être appliquées à l’échelle industrielle et être intégrées dans les programmes d’amélioration et de préservation de cette espèce. Aussi, dans cette étude, nous avons accordé une importance particulière aux contraintes de la micropropagation du dattier.

Matériel et méthodes

Matériel végétal

7Le matériel végétal, source de prélèvement des explants de départ, est constitué de feuilles juvéniles prélevées sur des cœurs de rejets ainsi que d’inflorescences juvéniles prélevées sur des pieds adultes.

Techniques expérimentales

Désinfection du matériel végétal

8Les explants foliaires et inflorescentiels sont désinfectés à l’aide d’une solution de chlorure mercurique à 0,1 ‰ pendant 40 à 60 min puis rincées 3 fois à l’eau distillée stérile.

Milieux de culture

9Le milieu de base utilisé est celui de Murashige et Skoog (Murashige et Skoog, 1962) auquel on ajoute de la glutamine (100 mg/l), du saccharose (50 g/l), de l’agar (8 g/l) et parfois du 2,4-D et/ou du charbon actif. Les suspensions embryogènes sont maintenues dans un milieu MS liquide dilué deux fois. Le pH des milieux de culture est ajusté à 5,8 à l’aide de la soude (0,1N) ou du HCl (0,1N). La stérilisation des milieux s’effectue par autoclavage (120 °C pendant 20 min à 1 bar).

Réalisation des coupes anatomiques

10Des coupes fines de racines sont d’abord traitées par l’eau de javel pendant 20 min pour détruire le contenu cellulaire puis rincées à l’eau distillée. Elles sont ensuite traitées par l’acide acétique (5 min) en vue d’une bonne fixation du colorant (Carmino vert d’iode), ce qui assure une meilleure observation au microscope.

Détermination des teneurs en pigments chlorophylliens

11Les feuilles vertes sont broyées, à 4 °C, dans un mortier refroidi. Les chlorophylles sont solubilisées dans de l’acétone à 80 % ajoutée au début du broyage. Lorsque l’extraction est totale, les tissus deviennent blanchâtres. L’extrait est centrifugé à 14 000 t/min pendant 10 min. Après détermination du volume du surnageant, on mesure les densités optiques à 663 nm et à 645 nm. La quantité de chlorophylle est déterminée selon la méthode de Arnon (Arnon, 1949).

12Ch a (en µg / ml d’extrait) = 12,7xDO663 – 2,69xDO645.

13Ch b (en µg / ml d’extrait) = 22,9xDO645 – 4,68xDO663.

Mesure de l’activité du photosystème II

14La mesure de l’activité du photosystème II est effectuée à l’aide d’un appareil dont le fonctionnement est basé sur le principe PAM (Pulse Amplitude Modulation). La lumière analytique de faible intensité est modulée (i.e. pulse de fréquence connue) afin de ne pas modifier le rendement quantique de la photochimie. Ainsi, la fluorescence émise par les PSII, aussi modulée, est séparée de la fluorescence de la lumière actinique à l’aide de filtres ne laissant passer que la fluorescence rouge de longueurs d’ondes données ; elle est analysée par un photomètre (Triques et al., 1997). Les principaux intérêts de cette technique sont la rapidité des mesures et la simplicité d’utilisation de l’appareillage sans que l’état de l’échantillon soit beaucoup affecté.

Détermination des teneurs protéiques par la méthode de Bradford

15Le broyage de la matière végétale (500 mg de matière fraîche) est effectué à 4 °C, à l’aide d’un mortier, dans 10 ml de tampon d’extraction (Tris maléate 0,1 M pH 6,5). La teneur en protéines est estimée par la méthode de Bradford (Bradford, 1976).

Résultats et discussion

Micropropagation accélérée du dattier par la voie de la caulogenèse

16La mise en culture des explants foliaires, inflorescentiels ainsi que ceux issus de cultures in vitro sur des milieux de culture renfermant de faibles doses de 2,4-D (0,3 mg/l) assure la néoformation des premiers bourgeons adventifs. Le repiquage répété de ces tissus sur des milieux dépourvus d’hormones de croissance conduit à l’établissement de souches bourgeonnantes dotées de capacités de prolifération très intenses. Ces souches (fig. 1), constituées par des bourgeons et des méristèmes végétatifs en phase de multiplication accélérée à partir des ébauches foliaires, représentent un matériel de choix pour produire des vitroplants à l’échelle pilote (fig. 2).

Figure 1
Souche bourgeonnante (cv. Ba) induite sur des tissus foliaires issus de culture in vitro (X2)

Figure 2
Multiplication des souches

17Dans le cadre d’une bonne maîtrise de la prolifération de ces souches bourgeonnantes, nous avons utilisé les bioréacteurs à immersions temporaires de type Rita qui ont prouvé leur efficacité dans le domaine de culture de tissus (Alvard et al., 1993 ; Teisson et Alvard, 1994 ; Berthouly et al., 1995 ; Teisson et al., 1996 ; Etienne et al., 2002). La mise en culture des souches bourgeonnantes du dattier dans ce type de bioréacteurs (une immersion de 1 min/24 h) assure une bonne prolifération tissulaire, si bien que, par rapport à la culture sur milieux gélosés (MS dépourvu d’hormones), les taux de multiplication ont été fortement améliorés (fig. 3).

18Ce système est très efficace en raison, d’une part, d’une forte diminution des phénomènes de vitrification et, d’autre part, de l’élimination des effets cytotoxiques des polyphénols sécrétés par les tissus.

19En ce qui concerne l’enracinement des pousses feuillées, des milieux renfermant de l’AIB (1 à 4 mg/l selon la variété) est généralement efficace pour induire la rhizogenèse

Figure 3
Des souches bourgeonnantes en phase de prolifération dans un bioréacteur à immersions temporaires de type Rita

Micropropagation accélérée du dattier : la voie de l’embryogene`se somatique

20Chez le palmier dattier, l’embryogenèse somatique peut être induite sur des tissus inflorescentiels et végétatifs juvéniles ainsi que ceux issus des vitrocultures sur des milieux additionnés de 2,4-D à 1 mg/l (Fki et al., 2003). Toutefois, les tissus embryogènes ne peuvent pas être confectionnés avant plusieurs mois depuis la première mise en culture.

21L’étude exhaustive effectuée sur les masses proembryogènes (fig. 4) induites en vue de définir les paramètres conduisant à l’établissement de suspensions embryogènes (fig. 5) a montré que le choix de la lignée cellulaire et l’utilisation de milieux de culture liquides dilués renfermant du 2,4-D à 1 mg/l et du charbon actif à 0,3 g/l sont les deux facteurs clés assurant leur multiplication rapide et par conséquent la production de plusieurs centaines d’embryons somatiques chez la quasi-totalité des variétés étudiées (Fki et al., 2003).

Figure 4
Differenciation de proembryons sur des tissus issus de culture in vitro (X1)

Figure 5
Aspect d’une suspension embryogène de la variété DN

22Certaines lignées cellulaires, en dépit de l’emploi de ce milieu liquide standard, ne parviennent pas à différencier des embryons somatiques vigoureux. Cette inaptitude revient en particulier au faible niveau d’accumulation de certaines substances de réserve.

23Afin d’apporter des solutions aux difficultés de certains embryons somatiques à germer ou à régénérer des plantes de meilleure vigueur (fig. 6), nous avons utilisé l’ABA (1,2 et 4 mg/l) et le saccharose (30, 60 et 120 g/l) en fin de phase de différenciation. Il ressort de cette étude que L’ABA à 4 mg/l et le saccharose à 60 g/l améliorent le degré de maturation des embryons grâce à l’épaississement de leur feuille cotylédonaire (fig. 7).

Figure 6
A: Plante issue de semis (1x) ; B : Plante zygotique (1x) ; C : plante somatique (1x)

Figure 7
Effet de l’ABA et du saccharose sur la morphologie des embryons somatiques différenciés (1x) :
A: témoins
B : traités par de l’ABA (4 mg/l) et du saccharose (60 g/l)

24En ce qui concerne l’acide abscissique qui inhibe la germination précoce des embryons somatiques, sa présence dans les milieux a empêché l’émergence de la première feuille chlorophyllienne chez les embryons somatiques non structurés (longueur inférieure à 1 cm). Dans le cas de ce type de germination précoce, l’accumulation des substances de réserve se présente à un niveau faible en raison de l’initiation prématurée de la germination, d’où le développement d’une plante peu vigoureuse. Il est à noter que la germination précoce peut aussi toucher les embryons zygotiques excisés une fois cultivés sur des milieux gélosés dépourvus d’hormones.

25Au plan biochimique, une maturation conduite en présence de doses croissantes d’ABA allant jusqu’à 4 mg/l se traduit par une accumulation protéique de plus en plus importante (tabl. 1, tabl. 2). En revanche, le saccharose ne semble pas induire le même type d’action. Ce composé semble intervenir dans l’accumulation d’autres types de réserves probablement de nature glucidique.

Tableau 1
Effet de différentes concentrations d’ABA sur la teneur en protéines solubles chez des embryons somatiques de palmier dattier

Tableau 2
Effet de différentes concentrations en saccharose sur la teneur en protéines solubles chez des embryons somatiques de palmier dattier

26L’importance de l’ABA et de l’osmoticum en matière de maturation a été signalée par plusieurs auteurs (Attree et al., 1991 ; Gupta et al., 1994). Tel est le cas des embryons somatiques de conifères maturés en présence de fortes concentrations d’ABA et d’une pression osmotique élevée qui manifestent un degré de maturation assez satisfaisant (Roberts, 1991).

27Chez les embryons somatiques du palmier à huile, l’accumulation des protéines salino-solubles et des globulines 7S en particulier, a été favorisée par l’addition dans le milieu de glutamine, d’arginine, d’ABA et de saccharose (Morcillo et al., 1997).

28L’ensemble des résultats obtenus permettrait, sans doute, de progresser rapidement dans le contrôle de la maturation des embryons somatiques du palmier dattier. Ainsi, une meilleure compréhension de l’ensemble des corrélations embryon zygotique-albumen devrait permettre de définir des milieux de culture plus adéquats assurant une bonne maturation des embryons somatiques.

Contraintes de la vitropropagation du dattier et solutions préconisées

Contraintes posées par les contaminations endophytiques

29Le passage de certaines cultures, en milieux liquides agités, stimule la manifestation suivie de la prolifération de bactéries endophytiques pourtant demeurées à l’état latent, sur les milieux gélosés, pendant de longues périodes. Lors de la phase d’initiation, ces contaminations sont susceptibles d’apparaître sur quelques rares explants dont le degré de différenciation est assez avancé (fig. 8). Concernant les levures, leur présence dans les tissus internes de l’explant est plus simple à combattre étant donné qu’elles se manifestent au bout de quelques semaines après la mise en culture des tissus susceptibles de les héberger en raison de leur incapacité à se maintenir à l’état latent dans les conditions de culture in vitro (Enjalric et al., 1988).

Figure 3
Manifestation de bactéries endophytiques de couleur jaune sur une fleur mature (14 x)

30Ces contaminations apparaissent, plus rapidement, lorsque les cultures sont soumises à des conditions physico-chimiques défavorables liées, essentiellement, à des temps de séjour entre les transferts excessivement longs.

31En raison des difficultés liées à la définition d’un milieu de culture spécifique assurant une bonne croissance de ces bactéries, nous n’avons pas été en mesure de les identifier d’une façon précise. Néanmoins, les observations microscopiques montrent qu’il s’agit de deux types de bactéries en forme de bâtonnets. La première se manifeste sous forme de colonies blanchâtres et la seconde sous forme de colonies jaunâtres.

32À propos de leur phytotoxicité, nos essais montrent que la présence de ces bactéries dans le milieu de culture n’affecte pas la croissance des vitroplants (fig. 9) alors qu’elle inhibe la prolifération des souches organo-embryogènes d’une manière significative.

Figure 9
Croissance normale d’un vitroplant cultivé sur un milieu contaminé par des bactéries endophytiques jaunes (1 x)

33Plusieurs auteurs ont montré l’effet favorable de certaines souches de bactéries sur la croissance et le développement des vitroplants (Leifert et al., 1994). Celles-ci ont été aussi utilisées comme moyen de lutte contre des agents pathogènes par induction de modifications ultrastructurales au sein des tissus végétaux ou par compétition avec les agresseurs (Leifert et al., 1994 ; Benhamou et al., 1996 ; Newman et Reynolds, 2005 ; Berg et al., 2005).

34Plusieurs articles de recherche rapportent que la détection de certaines bactéries endophytiques est une opération difficile à réussir. En effet, parmi celles-ci, certaines exigent des milieux de culture très spécifiques (Leifert et Waites, 1992) alors que d’autres nécessitent une présence en forte densité pour entrer en prolifération (Leifert et Waites, 1993). Par ailleurs, les tissus de plusieurs plantes libèrent des substances antimicrobiennes une fois cultivés sur des milieux d’indexage bactérien (Cassells, 1986 ; Leifert et al., 1991). Il a été aussi démontré que les hormones végétales sont susceptibles d’affecter la croissance des micro-organismes par entrée en phase de latence (Lovrekovich et Farkas, 1963). Enfin, les traces du désinfectant, utilisé pour stériliser les explants d’origine, peuvent bloquer la croissance des bactéries pendant la phase d’initiation (Leifert et al., 1994).

35L’utilisation d’explants prélevés aux stades jeunes de développement conduit généralement à la différenciation de cals embryogènes sains. En effet, on connaît, depuis longtemps, que les tissus méristématiques, formés de cellules embryonnaires indifférenciées, n’hébergent pas de micro-organismes pathogènes ; c’est pourquoi leur culture a permis l’assainissement de plusieurs espèces. L’importance des explants jeunes réside, d’une part, dans la facilité d’accès du désinfectant dans les tissus internes et, d’autre part, dans le fait que les tissus conducteurs des explants juvéniles n’ont pas encore atteint le stade ultime de différenciation. Concernant les explants adultes, nous avons procédé par fragmentation avant leur désinfection par du Hg Cl2 ou par tout autre type de désinfectant à effet inhibiteur négligeable sur la prolifération de ces bactéries endophytiques lors des premiers repiquages.

36Des résultats similaires ont été obtenus sur le bananier (Houwe et Swennen, 2000). Ainsi, ces auteurs ont pu établir des souches saines à partir d’explants juvéniles.

37La détection de ce type de contamination, d’une façon précoce, par les méthodes moléculaires (Stead et al., 2000), serait d’un grand intérêt dans la mesure où elle permettrait de sélectionner les explants dépourvus de toute contamination pour l’établissement de cultures saines.

Problèmes de la pseudo-embryonnie et de la vitrification

38Le phénomène de la pseudo-embryonnie (fig. 10) constitue un obstacle non négligeable à une bonne exploitation du processus de l’embryogenèse végétale. Deux types d’anomalies seraient à l’origine de l’incompétence des embryons somatiques malformés à la germination :

Figure 10
Morphologie des pseudo-embryons de palmier dattier cv. Deglet Nour. (1 x)

  • l’absence totale de toute structure de méristème caulinaire sinon la mise en place d’un méristème malformé non fonctionnel sur le plan physiologique ;
  • le méristème formé est typique mais soumis à des inhibitions corrélatives dont les causes restent à déterminer. Au plan morphologique, ces pseudo-embryons prennent des formes irrégulières qui ne ressemblent en rien à un embryon bien structuré. Les cals issus d’explants prélevés à des stades de développement avancés ainsi que ceux maintenus sur des milieux riches en 2,4-D, pendant très longtemps, conduisent à beaucoup d’embryons somatiques malformés.

39L’effet de fortes concentrations de 2,4-D, sur l’augmentation du taux d’embryons somatiques malformés, a été aussi noté chez les conifères par Parrott et al. (1988).

40Pour pallier à cet inconvénient, nous suggérons l’utilisation des explants jeunes et des doses faibles de 2,4-D pour réduire le taux des embryons malformés.

41La vitrification touche un nombre parfois considérable d’embryons somatiques. Celle-ci se manifeste suite à une hyperhydratation des embryons somatiques qui prennent un aspect translucide.

42Chez le palmier dattier, ce processus s’accentue tant par l’emploi de la solution minérale de MS utilisée sans dilution que par maintien prolongé des embryoïdes en milieu liquide.

43Plusieurs études montrent que les ions NO3 sont les plus impliqués dans la manifestation de cette anomalie, d’où l’implication de la solution minérale de MS étant donné sa richesse en azote. Chez d’autres espèces, les cytokinines, phytohormones largement utilisées en culture in vitro, favorisent aussi la vitrification des vitrocultures (Zryd, 1988).

44Nous suggérons, à cet effet, l’utilisation des solutions minérales de MS diluées et la récolte des embryons somatiques au fur et à mesure de leur structuration.

Physiologie des vitroplants et acclimatation

45Étape ultime dans un schéma de micropropagation, l’acclimatation, peu maîtrisée, peut conduire, chez certaines espèces, à des taux de mortalité élevés de plus de 50 % (Pospisilova, 1999). La réussite d’un procédé de multiplication végétative in vitro impose donc que les plantules transplantées en serre soient capables de s’adapter rapidement à :

  • une forte luminosité ;
  • une humidité relative assez faible ;
  • une fluctuation de la température ;
  • aux stress biotiques.

46En vue d’une bonne maîtrise de cette acclimatation chez le palmier dattier, nous avons entrepris d’étudier plusieurs facteurs susceptibles d’influencer le comportement des vitroplants dont : leur état physiologique, la structure anatomique de leurs racines et feuilles ainsi que les conditions physico-chimiques de déroulement du sevrage.

47En ce qui concerne l’état physiologique des vitroplants étudiés, l’analyse de la fluorescence chlorophyllienne (tabl. 3) montre l’efficacité photochimique du photosystème II (Fv/Fm) au cours des derniers stades du développement des plants de 12 mois d’âge, en culture in vitro, traduisant très probablement l’acquisition par les vitroplants du caractère d’autotrophie. Cette efficacité photochimique (Fv/Fm = 0,75) est comparable à celle des vitroplants acclimatés (Fv/Fm = 0,78). Cependant, les vitroplants très jeunes de 3 mois d’âge sont le siège d’un rendement photochimique relativement réduit (Fv/Fm = 0,5).

48Pour une meilleure évaluation du rendement photosynthétique de ces vitroplants, nous avons déterminé leur teneur en pigments chlorophylliens (tabl. 3). Cette étude montre que les feuilles des vitroplants de 12 mois d’âge ont des teneurs proches de celles des feuilles des plants acclimatés en serre alors qu’elles sont nettement plus faibles chez les feuilles des vitroplants de 3 mois (tabl. 3).

Tableau 3
Rendements photochimiques du PSII et teneurs en chlorophylles (a+b) des feuilles de vitroplants de palmier dattier à différents stades de développement

49Les activités spécifiques PEPC et RubisCO ont été mesurées au cours du développement des vitroplants du palmier dattier (Masmoudi et al., 1999). Cette étude confirme l’autotrophie des vitroplants à trois feuilles (environ 12 mois d’âge).

50Chez le palmier à huile ainsi que chez le cocotier, les travaux de recherche suggèrent aussi la mise en place d’un métabolisme photosynthétique actif chez les jeunes plantes issues de culture in vitro (Rival et al., 1997 b ; Triquet et al., 1997).

51La présence du saccharose à 70 g/l (au lieu de 50 g/l) dans le milieu d’endurcissement n’affecte ni le rendement photochimique des somaplants ni les teneurs en chlorophylles a et b de leurs feuilles, d’où l’effet bénéfique de cette dose dans la mesure où elle permet d’accroître l’accumulation de substances de réserve dans les tissus des vitroplants, réserves dont l’utilisation au cours de la phase de sevrage améliorerait les taux de reprise (Huylenbroeck et Debergh, 1996).

52Les observations au microscope électronique à balayage montrent aussi que la régulation stomatique entre déjà en fonctionnement chez des vitroplants de 12 mois (fig. 11). C’est ainsi qu’à la surface des feuilles détachées d’un vitroplant de trois mois, tous les ostioles sont ouverts alors que chez des feuilles détachées d’un vitroplant de 12 mois plusieurs stomates se présentent à l’état fermé. Les plantes acclimatées en serre semblent être parfaitement adaptées à une humidité relative faible dès lors que leurs feuilles détachées ferment très rapidement leurs stomates.

Figure 11
Aspect de la surface foliaire de vitroplants, observée au microscope électronique à balayage
A: âgés de 3 mois (400x) ; B : âgés de 12 mois (400x)

53Les analyses anatomiques effectuées sur des racines prélevées sur des vitroplants ont révélé qu’elles présentent une structure comparable à celle des racines des plantes acclimatées en serre traduisant, probablement, le caractère fonctionnel de ces racines à tous les stades de développement (fig. 12).

54Les vitroplants qui s’adaptent difficilement aux conditions naturelles sont ceux caractérisés par une mauvaise jonction entre la racine et la partie aérienne. À ce niveau, les proliférations tissulaires, induites par certaines hormones dont l’ANA à partir de 1 mg/l lors des phases d’amplification et d’enracinement des cultures, sont à l’origine du problème de la pourriture affectant le collet. L’utilisation d’un fongicide ne semble pas exercer un effet bénéfique sur l’état des vitroplants qui, à ce stade de développement, le supportent assez mal. Aussi, nous considérons que l’emploi de l’AIB comme hormone inductrice de la rhizogenèse est plus efficace d’autant qu’elle ne conduit pas à ce type de prolifération au niveau du collet.

Figure 12
Coupe transversale au niveau d’une racine d’un vitroplants de palmier dattier âgé de 3 mois (35x)

55Pour la mise au point d’un substrat favorable à la survie et au développement des vitroplants du palmier dattier lors de la phase d’acclimatation, nous avons testé l’effet de plusieurs mélanges de constituants organiques (tourbe, terreau, fumier, marc de raisin) et minéraux (sable, terre…). Il en ressort que le mélange constitué de : 1/2 marc de raisin broyé + 1/4 marc de raisin non broyé + 1/4 tourbe est le plus favorable pour le transfert en serre des jeunes plantes, dont la reprise de l’activité végétative est assez rapide, avec peu de perte en vitroplants. Ce substrat est caractérisé par sa capacité à se maintenir à l’état hydraté sans rétention excessive d’eau, étant donné sa porosité.

56L’émission de composés phénoliques par le marc de raisin semble inhiber l’activité des micro-organismes à l’origine de la pourriture du collet d’où une baisse significative du taux des plantes affectées par cette pourriture, alors qu’il demeure élevé lorsque l’acclimatation est conduite à l’aide de supports de type classiques.

57L’acclimatation des plantes d’une manière individuelle, où les plantes sont placées sous des cloches en verre, ou par petit groupe, est plus facile à conduire étant donné l’état physiologique et la vigueur propre de chaque plante dont la prise en compte nécessite un traitement spécifique. Le système adopté assure la création d’un environnement sain caractérisé par un taux d’humidité convenable pour un bon déroulement de la phase d’acclimatation. En revanche, l’acclimatation sous des tunnels en plastiques ainsi que l’utilisation de chambres équipées d’humidificateurs peuvent être à l’origine de pertes parfois considérables de vitroplants.

58En ce qui concerne l’effet de la température, les vitroplants de dattier supportent, sans dégâts mais dans des conditions prédéfinies (lumière tamisée), des températures allant jusqu’à 30 °C. En revanche, des températures inférieures à 20 °C, prolongent le temps d’acclimatation tout en réduisant le taux des plantes aptes à survivre longtemps à cette épreuve.

59Exposés directement à la lumière solaire, les vitroplants, en phase d’acclimatation, présentent une chlorose parfois accentuée à l’origine d’une perte considérable en vitroplants. Huylenbroeck et Debergh, 1996 rapportent qu’une forte luminosité, considérée comme un sévère stress abiotique, conduit au phénomène de photoinhibition correspondant à une baisse durable du rendement quantique optimal du photosystème II. Cet excès de lumière se traduit alors par un stress oxydatif avec production de radicaux libres d’oxygène à l’origine de la dégradation des pigments chlorophylliens. Ce phénomène se déclenche dès lors que l’énergie absorbée par les pigments excède les capacités d’utilisation par la photosynthèse.

60Parallèlement à cette photo-oxydation, la partie antérieure de beaucoup de feuilles se déshydrate par perte excessive d’eau, suite à l’ouverture des stomates particulièrement stimulée par la lumière. D’où l’intérêt de conduire la phase d’acclimatation en conditions ombragées.

61Les taux de reprise élevés obtenus sur des vitroplants ayant transité par une phase d’endurcissement assez longue (12 mois) apportent la preuve de l’implication directe de l’état physiologique des vitroplants dans ce processus (fig. 13). Les jeunes vitroplants (3 mois d’âge), siège d’une activité photosynthétique faible et d’un contrôle encore imparfait des mouvements en eau, ne parviennent pas, généralement, à s’adapter aux conditions naturelles.

Figure 13
Vitroplants de palmier dattier acclimatés en serre (0,1x)

62Pour les vitroplants âgés de 12 mois, nous pensons avoir déterminé les conditions assurant des taux de survie excédant souvent 70 % (température comprise entre 25 et 30 °C – intensité lumineuse modérée – substrat drainant, poreux, riche en éléments minéraux et en substances à effet désinfectant – acclimatation individuelle des plantes).

63Remerciements

64Nos remerciements vont au ministère de l’Enseignement supérieur, de la Recherche scientifique et de la Technologie-Tunisie et à l’Agence internationale de l’énergie atomique qui ont supporté nos activités de recherche.

Bibliographie

Bibliographie

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Table des illustrations

Légende Figure 1Souche bourgeonnante (cv. Ba) induite sur des tissus foliaires issus de culture in vitro (X2)
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Légende Figure 2Multiplication des souches
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Légende Figure 3Des souches bourgeonnantes en phase de prolifération dans un bioréacteur à immersions temporaires de type Rita
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Légende Figure 4Differenciation de proembryons sur des tissus issus de culture in vitro (X1)
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Légende Figure 5Aspect d’une suspension embryogène de la variété DN
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Légende Figure 6A: Plante issue de semis (1x) ; B : Plante zygotique (1x) ; C : plante somatique (1x)
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Légende Figure 7Effet de l’ABA et du saccharose sur la morphologie des embryons somatiques différenciés (1x) :A: témoinsB : traités par de l’ABA (4 mg/l) et du saccharose (60 g/l)
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Légende Tableau 1Effet de différentes concentrations d’ABA sur la teneur en protéines solubles chez des embryons somatiques de palmier dattier
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Légende Tableau 2Effet de différentes concentrations en saccharose sur la teneur en protéines solubles chez des embryons somatiques de palmier dattier
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Légende Figure 3Manifestation de bactéries endophytiques de couleur jaune sur une fleur mature (14 x)
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Légende Figure 9Croissance normale d’un vitroplant cultivé sur un milieu contaminé par des bactéries endophytiques jaunes (1 x)
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Légende Figure 10Morphologie des pseudo-embryons de palmier dattier cv. Deglet Nour. (1 x)
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/10779/img-12.jpg
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Légende Tableau 3Rendements photochimiques du PSII et teneurs en chlorophylles (a+b) des feuilles de vitroplants de palmier dattier à différents stades de développement
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Légende Figure 11Aspect de la surface foliaire de vitroplants, observée au microscope électronique à balayageA: âgés de 3 mois (400x) ; B : âgés de 12 mois (400x)
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Légende Figure 12Coupe transversale au niveau d’une racine d’un vitroplants de palmier dattier âgé de 3 mois (35x)
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Légende Figure 13Vitroplants de palmier dattier acclimatés en serre (0,1x)
URL http://books.openedition.org/irdeditions/docannexe/image/10779/img-16.jpg
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Auteurs

Biotechnologiste
Faculté des sciences de Sfax
Route de Sokra, Sfax, Tunisie
lotfifki@yahoo.fr

Agronome
Faculté des sciences de Sfax
Route de Sokra, Sfax, Tunisie,

Agronome

Agronome
Faculté des sciences de Sfax
Route de Sokra, Sfax, Tunisie

Biologiste moléculaire
Faculté des sciences de Sfax
Route de Sokra, Sfax, Tunisie
faizamasmoudi@yahoo.fr

Biotechnologiste
Faculté des sciences de Sfax
Route de Sokra, Sfax, Tunisie

© IRD Éditions, 2010

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