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Les anophèles

 | 
Pierre Carnevale
, 
Vincent Robert

4. Les principales espèces vectrices

Texte intégral

1La reconnaissance des espèces est capitale pour mesurer le rôle joué par chacune d’elles dans la transmission, en particulier en zone de sympatrie, pour identifier et donc « cibler » les vecteurs dans un programme de lutte. Cette phase d’identification des vecteurs n’est pas qu’un simple exercice académique de taxonomiste mais une étape fondamentale dans toute opération de lutte, de la planification à l’évaluation. Ainsi, en Afrique du Sud, dans la région du Nord-Transvaal, des femelles attribuées à An. funestus ont été retrouvées à l’extérieur des habitations suite à des traitements insecticides intradomiciliaires. Ces observations ont laissé croire à un échec des campagnes de lutte contre ce vecteur majeur. En fait, un examen attentif des adultes survivants a montré qu’il s’agissait d’une autre espèce morphologiquement très proche, appartenant au groupe Funestus et décrite sous le nom d’An. vaneedeni, mais qui n’est pas vecteur (de Meillon et al., 1977).

LES NOTIONS D’ESPÈCE, COMPLEXE ET GROUPE D’ESPÈCES

2La définition de l’espèce est toujours sujette à discussion. La majorité de la communauté scientifique s’accorde à considérer, suivant Mayr (1942) qu’« une espèce est un groupe de populations naturelles réellement ou potentiellement interfécondes, isolées du point de vue reproductif des autres groupes équivalents » : c’est la définition biologique et génétique de l’espèce.

3En entomologie, les espèces ont d’abord été décrites sur des critères essentiellement morphologiques, bien que parfois minimes. Cependant, de nombreuses autres données ont été utilisées en taxinomie, telles que des observations étho-écologiques et biogéographiques, l’étude d’inversions paracentriques de chromosomes polytènes, des travaux sur l’interfécondité (en particulier la production de mâles F1 stériles signalée par Haldane dès 1922), des analyses génétiques et, plus récemment, des études de génétique des populations et de séquençage de l’ADN. Elles ont permis de discriminer des espèces ayant une apparence morphologique très proche, voire indiscernable, qui étaient auparavant désignées sous le même vocable.

4La plupart du temps, il n’est pas possible de vérifier l’interfécondité des espèces suspectées, en particulier lorsque les populations ne sont pas sympatriques, ou lorsque la réalisation de croisements en élevage n’est pas envisageable. Dans ce cas, un seul de ces critères n’est en général pas suffisant pour conclure à une espèce différenciée, c’est la conjonction de plusieurs de ces facteurs qui permet aussi de reconnaître l’existence de plusieurs espèces.

5Le terme de sous-espèce est fréquemment employé en entomologie. Au sens strict, une sous-espèce est une race géographique. Les individus de deux sous-espèces sont parfaitement interféconds, mais se différencient par quelques caractères morphologiques. Les sous-espèces sont soit séparées géographiquement (allopatrie), soit elles possèdent une zone de recouvrement (parapatrie) dans laquelle on trouve des hybrides, soit elles vivent dans le même biotope (= sympatrie).

6Les espèces vectrices majeures de Plasmodium ont toutes été répertoriées sur une base morphologique avant les années 1950. La description puis l’identification de ces espèces se faisaient alors uniquement sur des critères morphologiques.

7Dès le début du XXe siècle, des sous-divisions intitulées forme, race, variété, sous-espèce, etc. ont été signalées sur la base de critères comportementaux, de niveaux variables de transmission plasmodiale ou de petites différences morphologiques à un stade donné du cycle des anophèles. Par exemple, en Europe, dans les années 1920, certaines zones restaient indemnes de paludisme (situation connue sous le nom d’anophélisme sans paludisme) dans l’aire de distribution d’« Anopheles maculipennsis », alors que cette maladie sévissait dans d’autres régions ; cet état de fait suggérait qu’An. maculipennis n’était pas une entité homogène.

8De même, dès le début du XXe siècle, deux formes d’An. gambiae Giles, 1902, étaient reconnues : une dont le développement préimaginal se déroule en eau douce, l’autre en eau saumâtre. Plus tard, l’étude de l’héritabilité de la résistance à la dieldrine par des croisements entre populations sensibles et résistantes à cet insecticide (Davidson, 1964) et l’étude des croisements entre populations d’eau salée et d’eau douce (Paterson, 1964a, 1964b ; Burgess, 1962), ont permis de démontrer qu’An. gambiae était un ensemble d’espèces morphologiquement identiques mais génétiquement différentes (Ramsdale, 1967).

9Dans ces deux cas, An. maculipennis et An. gambiae, plusieurs espèces étaient rattachées à la même entité morphologique et regroupées sous le même nom. C’est ce qu’on appelle un complexe d’espèces, composé d’espèces jumelles.

10Une nuance sémantique veut qu’on appelle :

  • groupe : des espèces très proches morphologiquement mais qui présentent de petites différences à un stade au moins de leur développement,

  • complexe : des espèces morphologiquement identiques à tous les stades.

11Une partie d’un groupe peut être constituée d’un complexe (Harbach, 1994, 2004).

12En pratique, on utilise le terme complexe dès que l’identification morphologique spécifique devient inopérante. C’est par défaut de critères morphologiques discriminants que deux espèces d’anophèles sont considérées identiques. Ainsi, les espèces européennes du groupe Maculipennis peuvent être séparées par les dessins réticulés du chorion des œufs (voir fig. 3, page 23) (Kitzmiller, 1976 ; White et al., 1978) alors que ce n’est pas possible dans le complexe Gambiae (Lounibos et al., 1999). Parmi les espèces du groupe Funestus, certaines peuvent être séparées morphologiquement au niveau larvaire, d’autres au niveau adulte (Gillies & de Meillon, 1968). Les vraies espèces jumelles ne sont pas seulement similaires morphologiquement, mais également proches génétiquement. Elles ont la même origine phylogénétique. Par convention, deux espèces polyphylétiques mais morphologiquement identiques à l’issue d’une convergence de forme n’appartiennent pas au même complexe ; en pratique, aucun exemple de telle convergence n’est connu chez les anophèles.

13Par définition, la spéciation est un mécanisme évolutif (Coyne & Orr, 1998). Les mutations s’accumulent au cours du temps, et les différences entre espèces jumelles sont proportionnelles au temps de divergence de sorte que l’analyse des génomes peut permettre de reconstituer la phylogénie du complexe. La présence d’hybrides n’est pas contradictoire avec le phénomène de spéciation. Des flux restreints de gènes peuvent encore exister entre populations sympatriques en voie de différenciation. La spéciation est considérée comme aboutie lorsque ces populations ont atteint le stade (ou seuil) où elles ne perdent plus leur divergence, même en sympatrie vraie, et continuent à se différencier (Wu, 2001).

14Les anophèles vecteurs de Plasmodium humains n’échappent pas à ces grands principes. De plus, ils vivent dans un environnement partiellement ou totalement anthropisé qui se modifie sans cesse. Ces modifications du milieu s’effectuent à vitesse croissante au cours des derniers siècles et constituent un puissant moteur des phénomènes de spéciation toujours en cours (Coluzzi, 1999). Le non-achèvement de cette spéciation conduit à la présence de rares hybrides dans certaines zones de sympatrie, alors que dans d’autres régions les flux de gènes sont quasiment nuls. C’est le cas entre An. gambiae et An. arabiensis dont les hybrides représentent 0,02 % des individus dans les zones de sympatrie au Mali (Touré et al., 1998b) et jusqu’à 0,15 % sur la côte de Tanzanie (Temu et al., 1998). Des hybrides ont également été décrits entre les formes moléculaires M et S d’An. gambiae au Mali (Tripet et al., 2001, Wondji et al., 2002) et entre An. minimus (sp. A) et An. harrisoni (sp. C) au Nord-Vietnam (Van Bortel et al., 1999).

15Peu d’études ont été conduites visant à comprendre comment et pourquoi se fait la spéciation chez les moustiques. Si la spéciation allopatrique est évidente dans certains cas (îles, régions montagneuses, îlots forestiers), une spéciation parapatrique, voire sympatrique semble avoir pu se produire.

16Parmi les espèces reconnues d’anophèles, Harbach (2004) signale que 72 appartiennent à 17 complexes d’espèces jumelles comprenant des espèces vectrices et des espèces non vectrices. Presque tous les vecteurs majeurs de Plasmodium appartiennent à des groupes ou complexes d’espèces. À l’intérieur de chaque complexe, certaines espèces sont des vecteurs avec une anthropophilie marquée et une grande longévité, alors que d’autres espèces ne transmettent pas de Plasmodium, soit en raison d’un contact avec l’homme réduit, soit à cause de leur durée de vie courte, soit par incompétence génétique.

Encadré 13
Les principaux anophèles impliqués dans la transmission des plasmodies humaines,
d’après Harbach, 2004
Les taxa s’organisent dans l’ordre suivant, du taxon le plus vaste au taxon le plus restreint : genre, sous-genre, série, groupe, sous-groupe, complexe, espèce, sous-espèce.
■ Région paléarctique
– Sous-groupe Maculipennis : 9 espèces au moins en Europe, avec comme vecteurs : An. atroparvus, An. labranchiae, An. maculipennis, An. melanoon, An. messeae, An. sacharovi, An. martinius.
– Sous-groupe Quadrimaculatus : 6 espèces dont 5 néarctiques et le vecteur An. becklemishevi distribué en région paléarctique (Scandinavie et Russie).
– Complexe Claviger : 2 espèces : An. claviger et An. petragnani.
■ Région orientale
– Sous-groupe Culicifacies : 5 espèces : An. culicifacies A, B, C, D et E.
– Complexe Minimus : 3 espèces : An. minimus, An. harrisoni, An. minimus espèce E.
– Complexe Dirus : 7 espèces : An. dirus, An. cracens, An. scanloni, An. baimaii, An. elegans, An. nemophilous et An. takasagoensis.
– Complexe Leucosphyrus : 4 espèces : An. balabacensis, An. introlatus, An. latens et An. leucosphyrus.
– Groupe Maculatus : ce groupe de 8 espèces décrites se subdivise en 2 sous-groupes avec An. maculatus comme espèce vectrice principale.
– Complexe Fluviatilis : 3 espèces : An. fluviatilis S, T et U.
– Groupe Hyrcanus : ce groupe de 27 espèces décrites, est subdivisé en 2 sous-groupes avec 3 espèces vectrices : An. sinensis, An. lesteri et An. nimpe.
■ Région afro-tropicale
– Complexe Gambiae : 8 espèces selon Harbach qui inclut An. comorensis dans ce complexe (mais voir p. 110 et suivantes), dont les principales espèces vectrices suivantes : An. gambiae avec ses 2 formes moléculaires M et S, An. arabiensis, An. melas, An. merus, An. bwambae.
– Groupe Funestus : ce groupe de 28 espèces a 3 de ses 5 sous-groupes entièrement ou partiellement présents en région afro-tropicale, dont le sous-groupe Funestus avec 5 espèces : An. funestus, An. aruni, An. confusus, An. parensis et An. vaneedeni ; le sous-groupe Rivulorum avec 4 espèces : An. rivulorum, An. rivulorum-like, An. brucei et An. fuscivenosus ; et le sous-groupe Minimus avec 8 espèces dont An. leesoni est la seule espèce afro-tropicale.
– Complexe Nili : 4 espèces : An. nili, An. carnevalei, An. somalicus, et An. ovengensis qui est à ce jour la dernière espèce décrite vectrice de plasmodies humaines.
■ Région australasienne
– Groupe Punctulatus : 12 espèces : An. punctulatus, An. koliensis, An. clowi, An. rennellensis, « An. sp. near punctulatus », et les espèces suivantes qui relèvent toutes les 7 du complexe Farauti : An. farauti (ancien farauti n° 1), An. hinesorum (ancien farauti n  2), An. torresiensis (ancien farauti n° 3), An. farauti n° 4, An. farauti n° 5, An. farauti n° 6, An. irenicus (ancien farauti n° 7).
■ Région américaine
– Groupe Maculipennis : 23 espèces dont 4 espèces hors sous-groupe dont An. aztecus et 19 espèces organisées en 3 sous-groupes : sous-groupe Maculipennis avec 9 espèces, sous-groupe Quadrimaculatus avec 6 espèces et le sous-groupe Freeborni avec 4 espèces, An. freeborni, An. earlei, An. occidentalis, An. hermsi.
– Groupe Pseudopunctipennis : 7 espèces dont An. pseudopunctipennis.
– Groupe Albitarsis : 5 espèces : An. albitarsis, An. albitarsis espèces B et E, An. deaneorum, An. marajoara.
– L’espèce An. darlingi.
– L’espèce An. albimanus.
– Groupe Oswaldoi : 16 espèces dont le complexe Nuneztovari composé de 2 espèces jumelles : An. nuneztovari (anciennement cytotypes B/C) et An. nuneztovari A.
– Série Arribalzagia avec 24 espèces dont le vecteur An. vestitipennis.
– Sous-genre Kerteszia avec 12 espèces dont les vecteurs An. bellator, An. cruzii, An. homunculus et An. neivai.

LA RÉPARTITION DES PRINCIPAUX ANOPHÈLES VECTEURS

17La transmission du Plasmodium est assurée par différentes espèces anophéliennes selon des régions.

Origine des grandes régions biogéographiques

18Les grands mouvements tectoniques qui ont remanié la surface du globe à partir du permien et de l’ère secondaire, ont individualisé un certain nombre de « régions biogéographiques » dont la faune et la flore ont évolué de façon isolée par rapport aux autres espèces du reste du monde.

Figure 31. Les six principales régions biogéographiques et leurs sous-régions (en trait discontinu)

19L’évolution des grandes régions biogéographiques reflète celle de chaque région, mais des événements plus récents se sont traduits par l’extension de l’aire de répartition de certaines espèces. Par exemple, des espèces orientales An. culicifacies s.l., An. fluviatilis s.l., An. stephensi ont colonisé le sud de la région Paléarctique en Iran, Irak et Arabie. Les vecteurs des agents du paludisme à Madagascar et dans les îles de l’océan Indien, An. gambiae, An. arabiensis et An. funestus, sont probablement d’arrivée plus récente.

20La division en 12 « régions du paludisme » par Macdonald (1957) n’évite pas les chevauchements entre les régions paléarctique, orientale et néotropicale ; aussi il semble préférable d’adopter une présentation selon les régions biogéographiques naturelles. Nous avons adopté la division classique du globe en 6 régions : région paléarctique, région orientale, région australasienne ou australienne (suivant les auteurs), région afro-tropicale (ou éthiopienne), région néarctique et région néotropicale (parfois réunies en régions américaines). En l’absence d’anophèles dans l’Antarctique, cette région ne sera pas envisagée (fig. 31).

Région paléarctique

21Cette région, la plus vaste des régions du monde, a été subdivisée en 4 sous-régions.

La sous-région eurasiatique (Europe et Russie)

22Cette sous-région comprend trois domaines :

  • le domaine atlantique avec An. atroparvus (fig. 32) où le paludisme est resté présent jusqu’au XXe siècle, aux Pays-Bas notamment ; cet anophèle garde une activité hivernale (pendant laquelle se maintient le parasite chez le vecteur) grâce à un phénomène de dissociation gonotrophique ;

  • le domaine continental où les espèces An. messeae (fig. 33) et An. maculipennis (fig. 34) étaient des vecteurs très médiocres du fait de leur zoophilie. Ils ont cependant été responsables de l’épidémie (9 millions de cas par an) qui a ravagé l’URSS après la Révolution, de 1923 jusqu’en 1936, suite à l’abattage du bétail qui a accru l’anthropophilie des anophèles. An. plumbeus, espèce utilisant ordinairement les creux d’arbres comme gîtes préimaginaux, a été récemment incriminé dans deux cas de paludisme autochtone à P. falciparum en Allemagne (Krüger et al., 2001) ;

  • le domaine des péninsules méditerranéennes, Italie et Balkans : An. labranchiae (fig. 32) (Italie, Corse), An. superpictus (fig. 35) (Italie) et An. sacharovi (fig. 36) (Corse, Balkan) assuraient la transmission de P. falciparum et P. vivax ; ces espèces sont toujours présentes et maintiennent un risque de reprise de la transmission (Romi et al., 1994, 1997).

Figure 32. Distribution d’Anopheles atroparvus et An. labranchiae

Figure 33. Distribution d’Anopheles messeae et An. melanoon

Figure 34. Distribution d’Anopheles maculipennis et An. beklemishevi

Figure 35. Distribution d’Anopheles superpictus et An. pulcherrimus

Figure 36. Distribution d’Anopheles sacharovi et An. martinius

La sous-région méditerranéenne

23À l’ouest et au sud de la méditerranée, le principal vecteur au Maghreb est An. labranchiae, dont un synonyme, An. sicaulti, est souvent mentionné comme vecteur au Maroc.

Figure 37. Distribution d’Anopheles pharoensis et An. sergentii

24An. sergentii (fig. 37), vecteur dans les oasis au Sahara septentrional, est présent dans toute l’Afrique du Nord, du Maroc (Faraj et al., 2003) en Égypte (Shehata et al., 1989 ; Morsy et al., 1995a, 1995b ; Bassiouny et al., 1999) et au-delà, au Yémen (Assabri, 1989), en Iran (Vatandoost et al., 2004) et en Inde (Gunasekaran et al., 1989) mais son rôle vecteur est très inégal.

25Dans la partie orientale, les vecteurs sont An. superpictus (fig. 35) et An. sacharovi (fig. 36) en particulier en Turquie qui reste le plus grand foyer du Proche-Orient (Ramsdale & Haas, 1978).

26An. claviger supporte le froid et « monte » en altitude pendant la saison chaude ; il a d’ailleurs été cité comme vecteur au Maroc, dans le Haut Atlas. Des larves de cette espèce ont été trouvées dans les citernes au Liban et en Israël (Jérusalem) où, actuellement, il n’y a plus de transmission due à cet anophèle.

27An. pharoensis est une espèce afro-tropicale (fig. 37) mentionnée comme vecteur en Égypte (Morsy et al. 1995a, 1995b ; Bassiouny et al., 1999) (avec An. sergentii) et en Arabie.

La sous-région arabo-iranienne

28C’est une sous-région charnière entre les régions paléarctiques, orientales et afrotropicales.

29Dans le nord de l’Irak, l’Iran, l’Afghanistan, les vecteurs sont les espèces paléarctiques : An. sacharovi et An. superpictus ; la première présente des phénomènes d’hibernation de décembre à mars. An. superpictus, espèce des ruisseaux clairs, était connu pour se réfugier le jour dans les grottes.

30Dans la partie sud de ces pays, et en Arabie, ce sont les trois espèces indo-pakistanaises : An. culicifacies s.l. (fig. 38), An. fluviatilis s.l. (fig. 39) et An. stephensi (fig. 40) qui sont les vecteurs (les deux premières sont des complexes d’espèces).

31Le sud-ouest de la péninsule arabique, et notamment le Yémen, appartient à la région afro-tropicale où le vecteur est An. arabiensis (page 109 et suivantes) en plus des espèces nommées plus haut.

32Les moustiques des anciennes républiques russes d’Asie centrale sont, pour l’heure, assez mal connus. Au Kazakhstan, Bismil’din et al. (2001) rapportent la présence d’An. messeae comme principal vecteur dans tout le pays et d’An. hyrcanus, An. claviger, An. pulcherrimus (au sud) et plus récemment d’An. superpictus, An. plumbeus et An. algeriensis. Des foyers au Tadjikistan et en Afghanistan (Panshir) ont été attribués à An. pulcherrimus (fig. 35) et An. hyrcanus. Dans les zones montagneuses, An. superpictus est présent dans tous ces pays mais la répartition actuelle des espèces est à revoir. Au Tadjikistan, An. superpictus, An. pulcherrimus (qui joue un rôle important dans l’extension du paludisme au nord du pays) et An. hyrcanus sont les espèces prédominantes (Gordeev et al., 2004) avec An. maculipennis s.s. (fig. 34) dont la présence vient d’être mise en évidence.

Figure 38. Distribution des cinq espèces (A-E) du complexe Anopheles culicifacies

Figure 39. Distribution des complexes Anopheles fluviatilis et An. minimus

Figure 40. Distribution d’Anopheles stephensi

La sous-région chinoise

33Au nord du 25e parallèle, la faune chinoise est paléarctique, comme d’ailleurs celle de la Corée et du Japon (sauf l’archipel des Ryukyu). En Chine centrale et du Sud, le principal vecteur An. lesteri (ex An. anthropophagus) est très anthropophile et, aux stades préimaginaux, colonise les canaux plutôt que les rizières ; sa particularité physiologique est de passer l’hiver sous forme d’œufs qui résistent au gel. An. sinensis occupe toute la Chine et les deux Corées. Le paludisme, alors qu’il était éradiqué, est revenu récemment en Corée du Nord, (plus de 100 000 cas) près de la ligne de démarcation au sud du pays (Sleigh et al., 1998).

34Au sud de la Chine, deux espèces du complexe Minimus, An. minimus et An. harrisoni (fig. 41), sont vecteurs, An. harrisoni se trouvant jusqu’à 32,5° de latitude nord (Chen et al., 2002).

Figure 41. Distribution du complexe Anopheles minimus

35Récemment, An. minimus espèce E a été décrite de l’île d’Ishigaki (archipel des Ryukyu). Le paludisme a été éradiqué au Japon où An. sinensis était le vecteur. On avait signalé An. sacharovi jusqu’au Xing Kiang en Chine, mais il semblerait que cet anophèle soit, en fait, An. martinius qui n’est pas vecteur (fig. 36).

Région orientale

36La région orientale englobe toute l’Asie au sud de l’Himalaya et à l’est de l’Hindu Kuch en Afghanistan, à l’est sa limite avec la région océanienne est marquée par la ligne de Wallace. Elle comprend trois sous-régions :

  • la sous-région indo-pakistanaise : de l’Hindu Kuch à l’ouest à la bouche du fleuve Brahmapoutre à l’est (est de l’Afghanistan, Pakistan, Inde à l’ouest de l’Assam, ouest du Bangladesh, Sri Lanka, Maldives) ;

  • la sous-région indochinoise : du Brahmapoutre au sud du Japon : Inde à l’est de l’Assam, Myanmar, Thaïlande, Chine au sud du 25e parallèle, Laos, Cambodge, Vietnam, Taïwan, Ryukyu au Japon ;

  • la sous-région malayo-indonésienne : Malaisie continentale, Philippines, Indonésie à l’ouest de la ligne de Wallace.

37La délimitation entre la région orientale et océanienne est basée sur des critères faunistiques et floristiques ; elle sépare les Moluques et la Nouvelle-Guinée océaniennes des autres îles indonésiennes considérées comme asiatiques.

La sous-région indo-pakistanaise

38C’est une sous-région séparée de la zone paléarctique par la chaîne hymalayenne. Les principaux vecteurs sont An. culicifacies s.l., An. fluviatilis s.l. et An. stephensi).

39An. culicifacies s.l. est un complexe de 5 espèces au moins (fig. 38). Les espèces A, C et D jouent un rôle mineur dans la transmission palustre d’Inde en Iran. L’espèce B est zoophile et a une large distribution qui s’étend d’Iran jusqu’au sud de la Chine, Cambodge et Vietnam (Harrison et al., 1990 ; Van Bortel et al., 2002). L’espèce E, récemment séparée de B (Surendran et al., 2000), est le principal vecteur du complexe. Son comportement très anthropophile (90 %) et endophile lui vaut d’être un vecteur très actif au Sri Lanka et en Inde du Sud (Subbarao, 1988). Aucune donnée n’est actuellement disponible sur les espèces de ce complexe qui se trouvent sur la péninsule arabique et en Éthiopie (Manguin et al., 2008).

40An. fluviatilis est également un complexe de 3 espèces (S, T, U) et d’une forme V localisée à la province de Hormozgan (Iran) ; leurs larves vivent dans les eaux courantes (fig. 39). L’espèce S est un vecteur très important dans les régions collinaires de l’Inde. L’espèce T est largement distribuée de l’Inde au Népal, jusqu’en l’Iran, alors que l’espèce U est limitée au nord de l’Inde et à l’Iran (Chen et al., 2006). Les espèces du Bangladesh et au Myammar ne sont pas encore identifiées. Une PCR allèle-spécifique permet d’identifier chacune des 3 espèces (Singh et al., 2004). An. stephensi (fig. 40) est une des rares espèces monotypiques (= qui ne se divisent pas en complexes d’espèces dites jumelles) de la région. En Inde, il colonise les réserves d’eau des maisons et est à l’origine d’un véritable paludisme urbain ; en Inde du Sud (Madras, Pondichéry, Salem), les villes sont impaludées alors que les campagnes ne le sont pas. Cet anophèle est souvent associé à An. subpictus s.l., un complexe de 4 espèces dont le rôle vecteur semble très médiocre malgré son abondance dans toute la région orientale.

41Dans l’Himalaya, An. willmori atteint plus de 3 000 mètres et serait même vecteur à haute altitude. Dans le delta du Bengale, A. philippinensis et An. nivipes, espèces du groupe Annularis, étaient vecteurs au Bangladesh où ils tendent à être supplantés par An. aconitus dans les zones rizicoles (fig. 42).

42An. tessellatus a une large distribution allant de l’Inde, à la Thaïlande, Sri Lanka, aux îles Maldives jusqu’à Sarawak (Bornéo). Cette espèce a été trouvée avec des oocystes en Thaïlande et elle est vectrice au Sri Lanka. An. varuna et An. annularis colonisent les zones irriguées en particulier au Népal.

La sous-région indochinoise

43Cette sous-région présente deux vecteurs majeurs, An. minimus s.l. et An. dirus s.l., qui sont des complexes d’espèces. Elle a longtemps été caractérisée par la présence d’An. minimus s.l., dans les zones collinaires (fig. 41). Les habitats larvaires sont principalement des petits ruisseaux ombragés ou les canaux irrigant les rizières. Les deux espèces An. minimus (ancienne espèce A) et An. harrisoni (ancienne espèce C) sont présentes dans la sous-région où elles montrent des comportements trophiques opportunistes. An. minimus est endophile et anthropophile au Nord-Vietnam et a été une cible de choix pour les pulvérisations intradomiciliaires et l’installation des moustiquaires imprégnées de pyréthrinoïdes. An. harrisoni a été identifié plus tard lorsque l’on a observé des An. minimus s.l. anthropozoophiles et plutôt exophiles dans des régions où l’espèce avait quasiment disparu. On a récemment trouvé des larves dans des citernes domestiques de collecte d’eau de pluie (à la périphérie d’Hanoï, zone sans paludisme), ces spécimens ont été moléculairement identifiés comme appartenant à An. minimus (Van Bortel et al., 2003). Deux PCR allèle-spécifique ont été mis au point pour séparer An. minimus et An. harrisoni (Garros et al., 2004). An. minimus est considéré comme un vecteur important sur le continent sud-est asiatique. La lutte antivectorielle ciblant cette espèce a eu un impact marqué sur la santé des populations et, notamment, des minorités ethniques, confinées dans leurs montagnes, précisément à cause du paludisme. Le statut vectoriel d’An. harrisoni reste encore à évaluer (Garros et al., 2006) ; il pourrait être un vecteur important dans le sud de la Chine (Chen et al., 2002).

Figure 42. Distribution d’Anopheles aconitus

44An. dirus (fig. 43 et 44) est le vecteur majeur en zone forestière ; c’est un complexe de 7 espèces séparées par cytogénétique (Green et al., 1992) et biologie moléculaire (Walton et al., 1999 ; Manguin et al., 2002) : An. dirus (ancienne espèce A), An. dirus B, C et D – qui ont récemment reçu une appellation formelle respectivement An. cracens, An. scanloni et An. baimaii (Sallum et al., 2005) –, An. elegans (ancienne espèce E), An. nemophilous (ancienne espèce F) et An. takasagoensis (Peyton, 1989). An. dirus (sp. A) et An. baimaii (sp. D) sont de redoutables vecteurs ; la première espèce se trouve dans l’est du Myanmar, la Thaïlande, le Laos, le Cambodge et le Vietnam, et la seconde dans l’ouest de la Thaïlande, le Myanmar, le sud de la Chine, l’est de l’Inde et le Bangladesh. An. scanloni (sp. C) joue également un rôle vecteur dans le sud de la Thaïlande et le long de la frontière avec le Myanmar. An. cracens (sp. B) joue un rôle dans la transmission du paludisme le long de la péninsule malaise, ainsi que An. elegans localisé en Inde du Sud-Ouest. An. nemophilous distribué en foyers à l’est et ouest de la Thaïlande et au sud de la péninsule malaise et An. takasagoensis localisé à Taïwan sont zoophages. Les espèces du complexe An. dirus sont forestières et piquent l’homme en forêt ou en lisière, principalement à l’extérieur des maisons ; c’est le modèle classique de l’exophagie, comportement qui limite les moyens de lutte antivectorielle.

Figure 43. Distribution des complexes Anopheles dirus et An. leucosphyrus

Figure 44. Distribution des sept espèces du complexe Anopheles dirus
Visualiser Anopheles dirus sur le site : http://www.zoo.ox.ac.uk/​images/​ groups/clip_image002_0006.jpg

Figure 45. Distribution des huit espèces du groupe Maculatus

45Le groupe Maculatus comprend 8 espèces (fig. 45), parmi lesquelles 4 vecteurs importants : An. maculatus qui a une distribution très large allant du Pakistan à Taïwan et Sumatra (Indonésie), An. pseudowillmori et An. willmori qui se trouvent au nord de l’Inde, au Népal et jusqu’au sud de la Chine, et An. sawadwongporni qui s’étend de l’est du Myanmar au Vietnam. Ils occupent les zones collinaires et montagneuses, souvent les régions déforestées qui deviennent de plus en plus nombreuses dans le Sud-Est asiatique (Rattanarithikul et al., 2006 ; Torres et al., 2000). Une PCR allèle-spécifique a été mise au point pour identifier les espèces sympatriques (Walton et al., 2007).

La sous-région malayo-indonésienne

46Le vecteur dominant est An. sundaicus s.l. (fig. 46). C’est une espèce essentiellement d'eau saumâtre qui ne se retrouve donc pas dans l'arrière-pays. Sa distribution borde le littoral asiatique du Bengale au Sud-Vietnam (11e parallèle), les côtes des îles indiennes d’Andaman et Nicobar, des îles malaises et indonésiennes à l’ouest des Moluques. C’est un complexe d’au moins 4 espèces : An. sundaicus, qui se trouve à Bornéo (Malaisie), An. epiroticus qui couvre le littoral du continent sud-est asiatique (Thaïlande, Cambodge et Sud-Vietnam), l’espèce D dans les îles d’Andaman et Nicobar et l’espèce E en Indonésie (Dusfour et al., 2007). Ce sont d’excellents vecteurs de P. falciparum, autant que de P. vivax. Les larves sont principalement halophiles, mais elles peuvent aussi se développer dans les eaux douces riches en végétation chlorophyllienne (algues et phanérogames) (Nguyen Tang et al., 1993 ). La récente pullulation d’An. epiroticus au Sud-Vietnam est directement liée à l’explosion de l’aquaculture (élevage de crevettes et poissons) dans le delta du Mékong où cette espèce trouve les conditions favorables à un développement en masse. Le comportement du complexe, plutôt anthropophile et endophile, présente toutefois une grande plasticité d’une région à l’autre.

47Le complexe Anopheles leucosphyrus comprend 4 espèces, An. latens (sp. A), An. leucosphyrus (sp. B), An. balabacensis et An. introlatus, qui sont proches du complexe Dirus. Trois espèces sont vectrices An. balabacensis, An. leucosphyrus et An. latens, impliquées dans la transmission du Plasmodium et de la filaire de Bancroft (Sallum et al., 2005). Tout comme le complexe Dirus, ces espèces sont inféodées aux régions forestières.

48En Malaisie continentale, An. campestris côtoie An. dirus s.l. dans les forêts et les espèces du groupe Maculatus dans les espaces déforestés.

Figure 46. Distribution des 4 espèces du complexe Sundaicus, représentée en trait noir épais le long du littoral
On note qu’il reste des zones (golfe du Bengale, Indonésie de l’Est) où les déterminations n’ont pas été faites au niveau spécifique
Visualiser Anopheles sundaicus sur le site : http://www.th.ird.fr/​images/​ photos_legendes/anophele.jpg

Figure 47. Distribution des quatre espèces du complexe Anopheles leucosphyrus

Figure 48. Distribution d’Anopheles barbirostris et An. flavirostris

49À Java, Sumatra et Bali, à part An. sundaicus espèce E, le principal vecteur est An. aconitus (fig. 41) qui transmet surtout P. vivax ; c’est une espèce des rizières et d’agriculture irriguée qui atteint de très fortes densités mais dont l’indice sporozoïtique est très faible.

50À Bornéo, dans la région de Sabah, où An. sundaicus est présent, An. balabacensis (espèce du complexe Leucosphyrus) (fig. 47) est le vecteur majeur de P. falciparum, mais An. donaldi a été trouvé en abondance et porteur de sporozoïtes (Vythilingam et al., 2005).

51À Sulawesi et dans les petites îles, le vecteur principal est An. sundaicus s.l. mêlé, comme sur le continent asiatique, à An. subpictus. An. barbirostris est aussi considéré comme vecteur, ainsi que dans les petites îles de la Sonde (fig. 48).

52Aux Philippines, An. flavirostris a une distribution en foyers le long des cours d’eau rapides (fig. 48). Deux espèces du groupe Maculatus (fig. 45), An. dispar et An. greeni, pourraient avoir un rôle dans la transmission bien qu’elles soient principalement zoophiles et exophages (Torres et al., 1997) ; An. litoralis et An. balacensis seraient de bons vecteurs.

Région australasienne

53Dans le Pacifique à l’est de la ligne de Wallace, le paludisme est endémique dans les Moluques, en Indonésie, en Papouasie-Nouvelle-Guinée, aux îles Salomon et au Vanuatu. Le paludisme a été éradiqué de l’Australie où il était d’ailleurs limité au nord du pays. Dans les îles du Pacifique, au nord, à l’est et au sud du Vanuatu, il n’y a pas d’anophèle. Ce phénomène reste inexpliqué car, soit par bateau, soit par avion, il est pratiquement certain que les anophèles ont été introduits en Nouvelle-Calédonie et aux Fidji, mais force est de constater qu’ils ne s’y sont pas établis. À cet égard, cette partie du monde fait figure d’exception encourageante, avec un climat a priori favorable aux anophèles, et de fait, dénué d’anophélisme.

54Les vecteurs de la région australasienne (fig. 49 et 50) appartiennent tous au groupe Punctulatus [An. punctulatus, An. koliensis, An. clowi, An. rennellensis, An. farauti (ancien farauti n° 1), An. hinesorum (ancien farauti n° 2), An. torresiensis (ancien farauti n° 3), An. farauti n° 4, An. farauti n° 5, An. farauti n° 6, An. farauti n° 7] (Schmidt et al., 2001). Seuls An. punctulatus, An. koliensis et An. farauti sont des vecteurs avérés. An. farauti n° 4 est probablement vecteur, An. farauti n° 7 est zoophile et n’a probablement aucun rôle dans la transmission. Il y a peu d’information sur les autres espèces. Seul An. farauti atteint le Vanuatu.

55Plusieurs espèces dont An. subpictus ont été introduites à Guam, mais cette île n’est pas occupée par le groupe Punctulatus dont les espèces sont d’excellents vecteurs de paludisme. En Nouvelle-Guinée, dans les terres basses, ils entretiennent un paludisme holoendémique stable qui devient méso, puis hypoendémique en altitude. Comme en Afrique, les habitants de cette partie du monde développent une bonne immunité. Dans les populations importées, comme les colons javanais de Papouasie-Occidentale, l’immunité se développe en moins de 2 ans chez les adultes (Keenihan et al., 2003).

Figure 49. Distribution du complexe Anopheles farauti

Figure 50. Distribution d’Anopheles punctulatus et An. koliensis

Photo 16. Anopheles annulipes (à gauche) et Anopheles hilli (à droite)
© R. C. Russell
Visualiser les timbres illustrant des anophèles africains hilli sur le site : http://malariastamps.com/​

56An. farauti, au moins l’espèce 1, se développe dans les plaines basses, en eaux douces ou éventuellement salées, ce qui lui permet de coloniser tous les milieux. An. punctulatus est plus spécialisé à l’orée des forêts ; An. koliensis a une distribution en foyers.

Région afro-tropicale

57Les anophèles font partie de l’environnement écologique et socio-culturel africain, une médaille a été frappée à l’effigie de l’anophèle en Sierra Leone et plusieurs timbres présentent des anophèles, c’est dire à quel point les anophèles font partie de la vie quotidienne en Afrique.

La sous-région sud-saharienne, autrefois appelée éthiopienne

58Elle est constituée par l’Afrique au sud du Sahara (limite nord du plateau du Tagant, Adrar des Iforas, Aïr, Tibesti). S’y rattache le sud-ouest de l’Arabie qui a dérivé vers l’est, en entraînant une partie de sa flore et de sa faune (Glossina tachinoides, Simulium damnosum, An. arabiensis).

59En Afrique continentale, la faune anophélienne des vecteurs de plasmodies humaines est dominée par le complexe An. gambiae et le groupe Funestus qui interviennent pour 90 % de la transmission. Ces vecteurs majeurs couvrent quasiment toute l’Afrique sud-saharienne, et maintiennent cette région sous une forte emprise du paludisme. Actuellement, on y recense plus de 85 % des cas de paludisme et plus de 90 % des porteurs de parasite dans le monde. La cause première de cette situation est essentiellement entomologique : les vecteurs africains sont les plus efficaces au monde.

Le complexe An. gambiae

60Plusieurs critères ont été utilisés pour démembrer An. gambiae s.l. (Encadrés 14 et 15). Actuellement, on reconnaît 7 espèces dans ce complexe (fig. 51) :

  • 2 espèces d’eau saumâtre, vecteurs côtiers, An. merus sur les côtes de l’Afrique de l’Est et An. melas sur les côtes de l’Afrique de l’Ouest, du Sénégal à l’Angola ;

  • 1 espèce d’eau minérale : An. bwambae présent dans la forêt de Semliki, Ouganda, et bon vecteur mais d’importance très locale ;

  • 4 espèces d’eau douce : An. gambiae s.s., An. arabiensis, An. quadriannulatus A et An. quadriannulatus B.

61Chez An. gambiae s.s., actuellement, on reconnaît 5 formes chromosomiques (Coluzzi et al., 1985, 2002) partiellement panmictiques. Entre ces formes, on admet les correspondances exposées dans les encadrés 16 et 17 (Della Torre et al., 2001) où la forme moléculaire S correspond au type moléculaire I et la forme moléculaire M correspond au type moléculaire II. Aussi, est-il convenu désormais de parler de forme moléculaire plutôt que de type moléculaire.

Présentation schématique du complexe Gambiae

Présentation schématique du complexe Gambiae

Figure 51. Présentation schématique du complexe Gambiae

Encadré 14
Critères de discrimination utilisés à l’intérieur du complexe
An. Gambiae
Critères biologiques
– capacité vectorielle variable,
– sensibilité variable aux insecticides,
– descendance plus ou moins féconde.
Critères cytogénétiques
– inversions visibles sur les chromosomes polytènes.
Critères moléculaires
– essentiellement sur des séquences d’ADNr,
– et, plus récemment, sur les éléments transposables.

62Les formes chromosomiques Forest, Bissau, Bamako et Mopti sont uniquement rencontrées en Afrique de l’Ouest. La forme chromosomique Savanna est rencontrée dans toute l’aire de répartition du complexe Gambiae. Ces formes chromosomiques se différencient principalement par les caractéristiques bio-écologiques de leurs gîtes larvaires (Encadré 17). La forme chromosomique Forest présente notamment l’arrangement standard, sans inversions.

63La forme chromosomique Mopti est présente en Afrique de l’Ouest dans le delta intérieur du fleuve Niger (au Mali), au Burkina Faso, dans les zones irriguées du Niger, et jusqu’au Sahara dans l’Adrar des Iforas.

64En Afrique de l’Ouest, la forme moléculaire S est caractérisée par une fréquence élevée de l’arrangement standard sur le chromosome 2 en zones humides (Côte d’Ivoire, Bénin, Cameroun) et par une augmentation de la fréquence des inversions 2Rb et 2La en zones de savanes sèches ; d’autres inversions sur le bras 2R (j, c, u et d) ont aussi été trouvées dans les échantillons du Mali et de Guinée. La forme moléculaire S présente alors le polymorphisme typique de la forme chromosomique Savanna. Au Mali, les échantillons déterminés S par PCR-RFLP présentent les arrangements chromosomiques typiques de la forme Bamako (2Rjcu, 2Rjbcu et 2La).

65La forme moléculaire M est caractérisée par une fréquence élevée de l’arrangement standard du chromosome 2 en zones humides (Côte d’Ivoire, Bénin, Cameroun, São Tomé) et par les inversions typiques de la forme Mopti (2Rbc, 2Ru et 2La) au Mali et au Burkina Faso. Mais ce polymorphisme typique de Mopti n’est pas ou peu retrouvé dans les échantillons prélevés en zone de savanes du Sénégal, de Gambie, de Côte d’Ivoire et du Bénin ou les inversions sont du type Savanna ou Bissau ou autres.

Encadré 15
Dates essentielles de l’histoire du complexe
Anopheles gambiae
1902 : Description princeps d’Anopheles gambiae par Giles.
Années 1940 : Observations de différences de capacités vectrices du paludisme selon les régions.
1944 : Découverte de l’existence de stades préimaginaux halophiles (à l’est et à l’ouest de l’Afrique).
Années 1950 : Suite à des traitements insecticides, mise en évidence de comportements-réponses variables selon les localités.
1962 : Éclatement du taxon originel grâce à la méthode des croisements (mixiologique) avec des souches de référence (Davidson & Jackson, 1962).
Fin des années 1960 : Observations cytogénétiques sur les chromosomes polytènes (glandes salivaires des larves IV). Démonstration de l’impossibilité de l’identification des espèces par caractères morphologiques (Coluzzi, 1968) (à l’exception des espèces halophiles vs dulçaquicoles, ou dans certaines populations marginales comme à Madagascar).
Années 1970 : Les observations cytogénétiques des chromosomes polytènes sont pratiquées sur les cellules trophocytaires des femelles semi-gravides (Coluzzi et al., 1977).
Années 1980 : Abandon de la nomenclature linéenne pour An. gambiae s.s. avec indication de la forme chromosomique (Coluzzi et al., 1985).
Années 1990 : Utilisation routinière de techniques de biologie moléculaire, telle que la PCR, pour la détermination spécifique (cf. infra « Identification des espèces »).
1998 : Éclatement d’An. quadriannulatus en 2 espèces A et B (Hunt et al., 1998).
Observation de la mutation kdr chez An. gambiae s.s. Savanna (Martinez-Torres et al., 1998).
2000 : Découverte de l’introgression de la mutation kdr chez An. gambiae s.s. Mopti (Weill et al., 2000).
Années 2000 : Réalisations de nombreuses études moléculaires. Identification de 2 formes moléculaires chez An. gambiae s.s. Établissement d’un lien avec les formes chromosomiques (Della Torre et al., 2001).

66La coïncidence entre la forme chromosomique Mopti et la forme moléculaire M s’observe au Mali et au Burkina Faso mais ne s’applique pas dans les autres régions où le polymorphisme d’inversions chromosomiques rattache les spécimens capturés aux formes Savanna, mais aussi Bissau, Mopti ou Forest selon les biotopes.

67En forêt, la forme chromosomique Forest peuple des clairières naturelles où elle pique mais ne colonise pas le sous-bois ombragé.

68La situation reste compliquée malgré l’abondance des travaux consacrés à ces espèces et l’apport des techniques fines de biologie moléculaire (Wondji et al., 2002). Par exemple après des études de populations basées sur l’emploi de microsatellites (voir p. 142), Slotman et al. (2007) considèrent la possibilité d’une subdivision supplémentaire au sein de la forme moléculaire M, correspondant aux formes chromosomiques Mopti M et Forest M.

Encadré 16
Correspondances entre inversions chromosomiques, formes chromosomiques et formes moléculaires au sein de l’espèce
An. gambiae s.s.

69La tendance générale est de considérer les formes chromosomiques comme des adaptations aux milieux et les formes moléculaires comme des entités de niveau spécifique.

70An. gambiae s.s. est très anthropophile et présente des indices sporozoïtiques très élevés, quelquefois supérieurs à 5 % (sauf la forme chromosomique Mopti).

71En Afrique centrale, les formes M et S ont été trouvées au Cameroun (Wondji et al., 2002), en Guinée Équatoriale (Reimer et al., 2005), en Angola (Cuamba et al., 2006), etc.

72En Afrique de l’Est, la situation est beaucoup plus simple, puisque seule la forme S est observée.

73An. arabiensis est savanicole et souvent sympatrique avec An. gambiae s.s. Il peut être abondant en saison sèche. An. arabiensis est absent des zones forestières à l’exception des zones urbaines comme la ville de Bénin City au Nigeria (Coluzzi et al., 1979), mais il s’étend sur toute la corne de l’Afrique et le sud-ouest de la péninsule arabique. De façon schématique, en dehors de l’Afrique de l’Ouest, on tend à considérer qu’An. gambiae est l’espèce de zones ou saison humides et An. arabiensis l’espèce de zones ou saison sèches.

74An. arabiensis est classiquement décrit comme moins anthropophile qu’An. gambiae s.s. et ses indices sporozoïtiques varient suivant le comportement trophique ; à Madagascar, il se nourrit surtout sur le bétail, il présente alors des indices sporozoïtiques très bas (moins de 0,1 %).

Encadré 17
Répartition des formes chromosomiques de l’espèce
An. gambiae s.s., selon les conditions environnementales et les caractéristiques des gîtes larvaires

Figure 52. Fréquences relatives des espèces An. gambiae et An. Arabiensis dans la zone du delta intérieur du fleuve Niger, au Mali, d’après TOURÉ et al., 1998b

75L’abondance relative d’An. gambiae vs An. arabiensis est très variable selon les conditions locales et la proximité des zones inondées (fig. 52) (Touré et al., 1998b).

76An. quadriannulatus A, zoophile, est présent en Afrique Australe (fig. 53).

77An. quadriannulatus B, zoophile, a été décrit d’Éthiopie à partir des techniques classiques de croisements en l’absence de différences cytogénétiques avec l’espèce A (Hunt et al., 1998). Elle se distingue désormais plus facilement d’An. quadriannulatus s.s. par une nouvelle technique PCR (Fettene et al., 2002 ; Fettene & Temu, 2003) qui pourrait être appliquée aux autres membres du complexe An. gambiae.

78On mentionnera pour mémoire l’espèce An. comorensis Brunhes, le Goff & Geoffroy, 1997, apparentée au complexe Gambiae mais morphologiquement discernable. Cette espèce est connue par un unique exemplaire adulte femelle collecté sur homme en 1971 à Mayotte ; elle n’a jamais été rencontrée depuis.

Figure 53. Distribution des espèces du complexe Anopheles gambiae

Le groupe Funestus

79Il comporte 5 sous-groupes dont 3 sont présents dans la région afro-tropicale :

  • le sous-groupe Funestus est composé de 5 espèces : An. aruni, An. confusus, An. funestus, An. parensis et An. vaneedeni ;

  • le sous-groupe Rivulorum est composé de 4 espèces An. brucei, An. fuscivenosus, An. rivulorum et An. rivulorum-like ;

  • enfin, le sous-groupe Minimus, essentiellement asiatique, sauf An. leesoni (localement vecteur en Tanzanie).

80An. parensis, An. fuscivenosus, An. confusus et An. aruni ne sont présents qu’en Afrique de l’Est, An. vaneedeni est localisé en Afrique du Sud, et An. brucei est rapporté au Nigeria, alors qu’An. funestus, An. leesoni et An. rivulorum sont est largement présents sur l’ensemble de l’Afrique sud-saharienne (fig. 54).

81Toutes les espèces du groupe sont morphologiquement très similaires et difficilement différenciables au stade adulte. Pour les espèces rares ou à distribution limitée, les stades préimaginaux sont souvent inconnus. Ce manque de caractères diagnostiques est à l’origine de mauvaises identifications. Ces difficultés ont stimulé la création du nouvel outil d’identification moléculaire par PCR de type allèle-spécifique multiplexe entre les espèces An. funestus, An. vaneedeni, An. rivulorum et An. parensis ; ce test a été initialement développé sur des populations d’Afrique du Sud (Koekemoer et al., 2002) puis validé pour toute l’Afrique.

82Parmi l’ensemble des espèces des sous-groupes Funestus et Rivulorum, An. funestus est le vecteur principal avec des indices sporozoïtiques analogues à ceux d’An. gambiae, qui peuvent dépasser 5 % (Cohuet et al., 2004b). À Madagascar, il est le vecteur principal dans les zones de rizières des hautes terres et du Sud, à partir du moment où les plants de riz sont bien développés. La raréfaction d’An. funestus dans le Sahel a été notée à la suite de la sécheresse de 1973 (Faye et al., 1995b ; Mouchet et al., 1996) puis son « retour » dans les années 1990, accompagné d’une hausse des densités, vraisemblablement dû à des modifications anthropiques de l’environnement (irrigations) (Konaté et al., 2001).

83En Tanzanie, An. rivulorum, An. parensis et An. leesoni ont aussi été trouvés positifs pour P. falciparum et doivent donc être considérés comme des vecteurs secondaires (Wilkes et al., 1996).

84Récemment, des analyses moléculaires ont mis en évidence l’existence d’une nouvelle entité, An. rivulorum-like présente au Burkina Faso et au Cameroun, dont le statut taxonomique et l’implication en termes de transmission de plasmodies restent à déterminer (Hackett et al., 2000 ; Cohuet et al., 2003) mais laissent présager l’existence d’espèces encore non décrites.

85En Afrique de l’Ouest, An. funestus présente un important polymorphisme génétique mis en évidence par l’étude des inversions chromosomiques (Costantini et al., 1999 ; Dia et al., 2000). Deux formes chromosomiques ont ainsi été identifiées, Folonzo et Kiribina.

Encadré 18
Anopheles leesoni :
groupe Funestus ou groupe Minimus ?
Anopheles leesoni est nommé par Evans (1931) suite à l’observation par Leeson (1930) de variations morphologiques au sein des populations d’An. funestus au Zimbabwe. En effet, Evans constate des différences morphologiques à tous les stades de développement entre An. funestus et An. leesoni, et rapproche celui-ci d’An. listoni (= An. fluviatilis), espèce orientale décrite par Christophers et Puri (1931). Par la suite, du fait de sa distribution afro-tropicale, An. leesoni est considéré comme appartenant au groupe Funestus (Gillies & de Meillon, 1968), malgré les distinctions morphologiques.
Green (1982) analyse les chromosomes de 10 espèces de la série Myzomyia, dont An. confusus, An. culicifacies, An. fluviatilis, An. funestus, An. fuscivenosus, An. leesoni, et An. rivulorum. Il observe la proximité phylogénétique des deux espèces orientales, An. culicifacies s.l. et An. fluviatilis s.l. avec An. leesoni, et suggère de ne plus considérer cette dernière espèce comme un membre du groupe Funestus.
Pape (1992) avec des outils cytogénétiques, démontre la proximité phylogénétique d’An. leesoni et An. fluviatilis et recommande aussi la révision du groupe Funestus décrit par Gillies et de Meillon (1968).
Il faut attendre Harbach (1994) et sa redéfinition de la classification des anophèles pour que ces informations soient prises en compte. Il classe alors An. leesoni au sein du groupe Minimus sur la base des travaux de Green (1982) et Pape (1992). Cette position a depuis été confirmée par une analyse phylogénique extensive des deux groupes Funestus et Minimus (Garros et al., 2005a, 2005b).

86L’étude des fréquences alléliques de marqueurs microsatellites ou de séquences nucléotidiques ne montre pas de structuration génétique suffisante qui suggérerait l’existence d’espèces cryptiques (Cohuet et al., 2004a ; Coetzee & Fontenille, 2004 ; Sharakov et al., 2004) ; toutefois, une exception existe au Burkina où la différentiation génétique en sympatrie de ces deux formes chromosomiques est compatible avec un processus de spéciation en cours (Michel et al., 2005a, 2006).

87Toutefois, chez An. funestus, trois types moléculaires majeurs appelés M (populations d’Afrique de l’Est et de Madagascar), W (populations d’Afrique de l’Ouest et du Centre) et MW (populations d’Afrique du Sud) ont été identifiées sur la base de variations intraspécifiques du Domaine 3 du gène 28S de l’ADN ribosomal et de l’ADN mitochondrial, divergeant pour deux nucléotides fixés et pour 2 % de la séquence du gène mitochondrial ND5. Ces différences indiquent que ces lignages ont évolué séparément pendant 1 million d’années (Garros et al., 2004 ; Michel et al., 2005 ; Koekemoer et al., 2006).

88An. nili est largement répandu en Afrique intertropicale (fig. 54) (Gillies & de Meillon, 1968). Il est maintenant considéré comme un complexe d’au moins quatre espèces : An. nili s.s. (Theobald) 1904, An. somalicus (Rivola & Holstein, 1957), An. carnevalei (Bruhnes et al., 1999) et une nouvelle espèce à distribution très restreinte découverte en 2002 dans la localité d’Oveng au Cameroun, An. ovengensis (Awono-Ambéné et al., 2004). Les différences morphologiques spécifiques initialement observées ont été confirmées par des analyses isoenzymatiques (Awono-Ambéné et al., 2006). Ce sont des espèces d’eaux douces, courantes, rapides. An. somalicus se distingue par les soies clypéales très courtes des larves et n’est probablement pas vecteur. Les trois autres espèces sont plus difficiles à différencier et jouent un rôle important dans la transmission dans les forêts et les savanes humides ; elles ont un comportement exophile, quittant les maisons dès l’aube. L’indice sporozoïtique varie entre 0,5 % et 3 %. Un indice sporozoïtique très élevé a récemment été observé dans des populations d’An. carnevalei en Guinée équatoriale (Cano et al. 2006). Une PCR allèle-spécifique multiplexe basée sur des variations de séquences de l’ITS2 permet d’identifier les quatre espèces (Kengne et al., 2003a, 2003b).

89An. moucheti, hôte des cours d’eau lents, encombrés de végétation flottante ou horizontale, est le vecteur des agents du paludisme en bordure de ces cours d’eau dans la forêt d’Afrique centrale (Mouchet & Gariou, 1966 ; Manga et al., 1995 ; Antonio-Nkondjio et al., 2002b ; Cano et al., 2006). Trois « sous-espèces morphologiques », An. moucheti moucheti, An. moucheti nigeriensis et An. moucheti bervoetsi, avaient été retenues mais des études isoenzymatiques au Cameroun ont démontré que les variations morphologiques observées au sein des populations naturelles n’étaient que des variations intraspécifiques sans conséquences en termes de spéciation (Antonio-Nkondjio et al., 2002a). Des analyses de marqueurs microsatellites récemment menées au Sud-Cameroun ont confirmé le faible niveau de différentiation génétique entre les populations considérées (Antonio-Nkdonjio et al., 2006).

90De nombreux vecteurs secondaires ont été signalés dans la région afro-tropicale (Hamon & Mouchet, 1961 ; Antonio-Nkondjio et al., 2006) ; parmi ceux qui ont été confirmés :

  • An. pharoensis est vecteur en Égypte, dans la zone d’El Fayum où il a été capturé avec An. sergentii, An. multicolor et An. coustani (synonyme An. tenebrosus) (Morsy et al., 1995a). Cette espèce est très abondante dans les villages installés près des rizières aménagées dans le delta du fleuve Sénégal (Faye et al., 1995a) et elle a été trouvée infectée par recherches des protéines circumsporozoitaires (Carrara et al., 1990 ; Dia et al., 2008). An. pharoensis a aussi été trouvé positif par ELISA au Cameroun (Antonio-Nkondjio et al., 2006). Cette espèce a été capturée en abondance dans la zone rizicole de la vallée du Kou (Burkina Faso) mais plus de 4 000 dissections de glandes salivaires n’ont pas révélé de spécimens porteurs de sporozoïtes (Hervy, comm. pers.).

  • An. paludis qui appartient au groupe Coustani est une espèce habituellement exophile et exophage avec une tendance à l’endophilie en zone forestière méridionale de la République Démocratique du Congo, cette tendance s’accompagne d’un fort indice sporozoïtique (6 spécimens positifs sur 97 disséqués) de sorte que dans la zone étudiée la transmission due à cette espèce atteint 0,26 piqûre d’anophèle infecté par homme et par nuit, soit une piqûre d’anophèle infecté tous les 4 jours (Karch & Mouchet, 1992) ; il est possible qu’il s’agisse d’un complexe d’espèces ;

  • An. hancocki a été retrouvé vecteur dans plusieurs localités du Sud-Cameroun (Fontenille et al., 2000) ;

  • An. brunnipes a été régulièrement trouvé infecté à Kinshasa et dans ses environs (RDC), avec un indice sporozoïtique de 0,53 %, nettement moindre que les vecteurs principaux An. gambiae s.s. forme chromosomique Forest (7,85 %), An. funestus (6,60 %) et An. nili forme chromosomique (6,63 %) (Coene, 1993).

91Les infections relevées chez An. coustani et An. hargreavesi n’ont à ce jour qu’un caractère accidentel.

Figure 54. Distribution d’Anopheles funestus, An. moucheti, An. Mascarensis et du complexe An. Nili
Télécharger la carte de la transmission et diversité du paludisme à Madagascar sur le site : http://www.mara.org.za/​pdfmaps/​ MadSeasonality.PDF

La sous-région malgache

92Madagascar, qui s’est séparé du continent africain, il y a quelque 120 millions d’années, a une faune originale comprenant plus de 90 % d’espèces endémiques, mais des apports récents y ont introduit de nombreuses espèces dont les anophèles du complexe An. gambiae et An. funestus. La faune anophélienne des autres îles de la sous-région est sans originalité et composée d’espèces d’importations plus ou moins récentes, voire très récentes (Maurice et la Réunion).

93Les principaux vecteurs à Madagascar sont An. gambiae forme S, sur la côte est, An. arabiensis sur la côte ouest et dans le sud, An. funestus sur les hautes terres centrales. Ces espèces semblent des apports exogènes relativement récents, compte tenu des polymorphismes génétiques des espèces (Michel et al., 2005).

94Toutefois, à Madagascar et au Mozambique, deux lignages de mt DNA ont été observés chez An. funestus, divergeant pour deux nucléotides fixés et pour 2 % de la séquence du gène mitochondrial ND5, indiquant que ces lignages ont évolué séparément pendant 1 million d’années (Koekemoer et al., 2006). Les populations d’An. funestus de Madagascar ont un fort lien de parenté avec les populations d’Afrique situées à l’est de la vallée du Rift (Mozambique, Tanzanie, Malawi) comme l’atteste l’appartenance au type M défini sur la base de variations intraspécifiques du Domaine 3 du gène 28S de l’ADN ribosomal et de l’ADN mitochondrial (Garros et al., 2004 ; Michel et al., 2005).

95La bioécologie des vecteurs et la diversité des biotopes expliquent l’épidémiologie complexe du paludisme à Madagascar. Parmi les 13 espèces d’anophèles endémiques une seule, An. mascarensis (fig. 54), est un vecteur notable sur la côte est, en particulier dans l’île Sainte-Marie (Fontenille et al., 1992) avec un indice sporozoïtique de 0,4 à 0,9 % mais le rôle vecteur majeur est tenu par An. gambiae avec un indice de 1,7 à 3,2 %. An. mascarensis joue un rôle vecteur localement important ; c’est le vecteur majeur aux alentours de Fort-Dauphin (Tôlanaro, S-E de Madagascar) (Marrama et al., 1999) en étant responsable de plus des 2/3 des piqûres infectées, supplantant An. funestus et An. gambiae s.l. Dans certains villages de l’Androy, ancien golfe marin asséché, le vecteur dominant est An. merus, ce qui est cohérent avec la nature halophile de la zone.

96Aucun anophèle n’existait à Maurice et à la Réunion. An. arabiensis et An. funestus, ont été introduits à Maurice en 1865 et An. arabiensis à la Réunion en 1867 (Julvez et al., 1982) ; An. arabiensis a fait souche tandis qu’An. funestus a été éliminé par les insecticides rémanents. Le complexe An. gambiae, après quelques essais avortés, ne s’est pas implanté aux Seychelles (Mattingly & Brown, 1956).

Région néartique et région néotropicale

97La séparation entre l’Amérique du Nord (région néarctique), centrale et du Sud (région néotropicale) se situe au niveau de l’isthme de Tehuhantepec au Yucatan (Mexique). Mais des espèces néotropicales (An. pseudopunctipennis, An. albimanus) remontent jusqu’au sud des États-Unis.

98Aux États-Unis, où le paludisme a été éradiqué en 1950, les vecteurs sont des membres du groupe Maculipennis et plus spécifiquement de 2 sous-groupes, An. quadrimaculatus, et An. freeborni, tels que An. freeborni et An. hermsi à l’origine de petites bouffées de paludisme à P. vivax en Californie (fig. 55). Quelques cas de paludisme autochtone ont été diagnostiqués à New York en 1993 (un cas à P. falciparum), au Maryland et en Virginie en 2002 et en Floride en 2003 (4 cas à P. vivax) (Wirtz et al., 2002 ; CDC, 2004).

Figure 55. Distribution d’Anopheles freeborni et An. quadrimaculatus

99An. pseudopunctipennis (fig. 56) s’étend de l’État du Kansas (40° N) au nord de l’Argentine (30° S) avec une extension au Venezuela et dans certaines îles des Caraïbes (Haïti, Grenade). Cette espèce est un vecteur dans les zones collinaires du Mexique jusqu’en Amérique du Sud le long de la cordillère des Andes. An. pseudopunctipennis colonise les régions basses (niveau de la mer) comme celles de haute altitude (3 200 m) et se retrouve souvent le seul vecteur au-dessus de 600 m, pouvant transmettre jusqu’à une altitude de 2 800 m en Bolivie (Hackett, 1945). Ses habitats larvaires sont le plus souvent des flaques résiduelles d’eau douce chargées d’algues filamenteuses vertes (Spyrogira) présentes dans les ruisseaux clairs à l’étiage, mais cette espèce peut aussi coloniser les flaques d’eau de mer. An. pseudopunctipennis peut être collecté ensympatrie avec d’autres espèces d’anophèles comme An. albimanus, An. darlingi, An. aquasalis. En Amérique du Sud, ses larves se trouvent le long des ruisseaux qui descendent des Andes à travers les déserts péruviens et nord-chiliens (Manguin et al., 1996). Trois formes isoenzymatiques ont été décrites (Manguin et al., 1995), l’une couvre l’Amérique du Nord et le Guatemala, la deuxième le Belize et l’Amérique du Sud et la troisième, présente sur l’île de Grenade, est considérée comme étant une espèce à part entière (Coetzee et al., 1999).

Figure 56. Distribution d’Anopheles pseudopunctipennis

100An. albimanus est le principal vecteur du sud du Mexique, de toute l’Amérique centrale, du Venezuela, de Colombie et d’Équateur (fig. 57), où il est relayé par An. pseudo-punctipennis en altitude ; dans la Caraïbe, il est vecteur à Haïti et à Saint-Domingue.

Figure 57. Distribution d’Anopheles albimanus

101Exophage et exophile, il a souvent une activité aux premières heures de la nuit. Son rôle dans la transmission est essentiellement dû à ses fortes densités (Molez et al., 1998). Au Mexique, au nord-ouest de l’Amérique du Sud, à travers la Caraïbe et l’Amérique centrale, An. albimanus occupe les terres basses, éventuellement maritimes ; il peut même se développer en eau salée.

102An. vestitipennis est vecteur au Belize, au sud du Mexique et au Guatemala. Il est inféodé aux zones fortement boisées.

103An. aquasalis est un vecteur médiocre, à présence souvent épisodique dans toutes les Antilles au sud de la Martinique, sur la côte atlantique du Venezuela, des Guyanes et du Brésil (jusqu’à Espirito Santo) et au nord de la côte Pacifique (fig. 58). En Guyane française où il est très abondant, il ne transmet pas le Plasmodium en raison de son espérance de vie trop courte (Silvain & Pajot, 1981 ; Claustre et al., 2001).

Figure 58. Distribution d’Anopheles aquasalis

Figure 59. Distribution d’Anopheles darlingi

104An. darlingi est le grand vecteur néotropical. Sa distribution est disjointe (fig. 59). Il occupe tout le bassin amazonien, les Guyanes et les zones de forêt claire du bassin du Parana et du Paraguay ; au nord de l’Amérique centrale, il se retrouve au sud du Mexique, au Guatemala, au Belize et au Honduras. C’est un bon vecteur de P. falciparum, P. vivax et P. malariae, plutôt endophile et anthropophile, bien que certaines populations aient un comportement différent. C’est une des rares espèces monotypiques de la région néotropicale (Manguin et al., 1999b). Son indice sporozoïtique varie de 0,1 à 2 %. Ses larves se développent dans des rivières et ruisseaux partiellement ombragés et à courant lent et se répartissent dans des amas flottants de débris végétaux (Manguin et al., 1996a). Cette espèce est capable de voler à des distances importantes allant jusqu’à 7 km pour trouver son hôte et effectuer son repas sanguin. Ainsi, les populations humaines vivant le long des rivières encourent un risque élevé. Les défrichements de la forêt et les remaniements des zones minières sont très favorables au développement d’An. darlingi, responsable de la ré-émergence massive du paludisme dans les zones de colonisation et de mines.

Photo 17. Anopheles darlingi

Figure 60. Distribution d’Anopheles nuneztovari

Tableau II. Les vecteurs de Plasmodium, agents du paludisme

Tableau II. Les vecteurs de Plasmodium, agents du paludisme

105Dans le bassin amazonien et l’Amérique centrale, un certain nombre de vecteurs secondaires ont été signalés, surtout sur la base de la détection de la CSP, tels que le groupe Albitarsis avec An. deaneorum et An. marajoara qui sont des vecteurs locaux au Brésil respectivement dans l’Ouest amazonien (États de Rondônia et Acre) et dans les zones déforestées de l’État d’Amapa ; le sous-groupe Oswaldoi avec An. oswaldoi, An. trinkae et An. rangeli et le sous-groupe Strodei (Conn et al., 2002 ; Branquinho et al., 1993 ; Hayes et al., 1987).

106An. nuneztovari est considéré comme vecteur dans l’ouest du Venezuela, l’est de la Colombie, et, éventuellement, en différents points d’Amazonie (fig. 60). C’est une espèce qui couvre tout le bassin amazonien et qui, dans beaucoup de localités, ne semble jouer aucun rôle vecteur. C’est un complexe d’au moins deux espèces dont le rôle vecteur reste ambigu (Conn et al. 1993 ; Sierra et al., 2004).

107Le sous-genre néotropical Kerteszia comprend 12 espèces dont les larves se développent dans les eaux stockées dans les feuilles de Broméliacées (voir hors-texte couleurs). Ce sont des espèces à activité en général précrépusculaire, qui peuvent être très abondantes autour des habitations. An. bellator a été un vecteur autrefois important à Trinidad avec An. homunculus ; An. cruzii, An. homunculus et An. bellator ont été trouvés infectés dans les forêts subatlantiques de São Paulo, Sainte-Catherine et Paraná au Brésil. An. neivai est un vecteur sur la côte Pacifique de Colombie. Ces différentes espèces sont, en général, des vecteurs de P. vivax et peuvent être très anthropophiles, endophages et endophiles.

LES MÉTHODES D’IDENTIFICATION DES ESPÈCES

108Le genre Anopheles est probablement l’un des mieux étudiés parmi les insectes d’importance médicale et même parmi tous les insectes. Sur les 484 espèces d’anophèles actuellement répertoriées dans le monde (Harbach, 2004), une soixantaine sont des vecteurs d’agents du paludisme, et une trentaine assurent l’essentiel de la transmission. Le rôle des anophèles vecteurs d’agents pathogènes a motivé de nombreuses études de systématique et de taxonomie avec les outils classiques (morphologie, biométrie, écologie) ou sur la base de caractères moléculaires. Ces travaux ont permis la découverte de nouvelles espèces, le démembrement de complexes d’espèces et la publication d’inventaires taxonomiques. Ces efforts ont été menés afin de cerner la dimension spécifique qui constitue le niveau taxonomique central en biologie et aussi dans le but d’élucider le rôle de chaque espèce dans l’épidémiologie des maladies à vecteurs.

109Très tôt il est apparu que la plupart des vecteurs majeurs faisaient partie de complexes dont les membres sont isomorphiques ou très proches morphologiquement, ce qui rend leur identification difficile, voire impossible. Ces espèces jumelles ou cryptiques (sibling/cryptic species) diffèrent souvent dans leur capacité à transmettre des agents de maladies, mais aussi dans leurs caractéristiques biologiques, chorologiques, écologiques et leur niveau de sensibilité aux insecticides.

110Pouvoir identifier précisément les espèces anophéliennes et celles qui transmettent l’agent pathogène, connaître les liens ancestraux entre les espèces et évaluer les relations génétiques entre les populations sont donc nécessaires pour toutes études biologiques et luttes antivectorielles.

111La détermination morphologique des espèces reste la méthode de base et continue à être très utilisée, à juste titre, mais elle ne s’applique évidemment pas aux espèces isomorphes. Les techniques cytomorphologiques et, depuis peu, de biologie moléculaire ont permis d’améliorer ces identifications et d’arriver au niveau des populations (grâce à l’emploi notamment des microsatellites), de sorte que l’on peut maintenant parler d’entomologie moléculaire (Costantini & Besansky, 2000). Dans le cas de complexes d’espèces où l’identification morphologique montre ses limites, les entomologistes ont développé des outils d’identification moléculaire précis, rapides, peu onéreux, faciles à utiliser, ne nécessitant pas un équipement sophistiqué, applicables sur tous les stades de développement et sur des spécimens conservés simplement. L’objectif de ces identifications est de mettre en œuvre des programmes de lutte antivectorielle ciblant uniquement et efficacement les vecteurs.

112Lorsque le déterminateur est contraint d’aller au-delà de l’observation morphologique classique, les techniques les plus utilisées actuellement sont basées sur le principe de la PCR. Plusieurs synthèses concernant ce sujet ont été publiées dans lesquelles les détails techniques sont disponibles (Paskewitz & Collins, 1990 ; Walton et al., 1999a). Toutefois, deux techniques ont longtemps été considérées comme « golden standard » des tests d’identification, l’une basée sur la cytogénétique et l’autre sur les profils isoenzymatiques qui, avant l’avènement de la biologie moléculaire, ont servi de base à l’étude de nombreux complexes d’espèces.

Méthodes morphologiques

113La détermination de l’espèce (ou des espèces), voire de la sous-espèce (ou cytotype ou forme moléculaire), capturée dans la zone considérée est la première, et indispensable, étape. Classiquement, la détermination repose sur des caractères morphologiques et l’emploi de « clés de détermination » établies pour chaque grande région zoogéographique car les vecteurs sont différents selon ces régions.

114La morphotaxonomie classique initialement compliquée par la nécessité de la connaissance de la nomenclature des soies et des plaques a reçu un regain d’intérêt avec l’apport de l’informatique qui a permis la réalisation de CD-Rom comme celui de la détermination des anophèles d’Afrique tropicale (Hervy et al., 1998) et d’Europe (Schaffer et al., 2001). Il est alors possible, même à des non-spécialistes, de reconnaître les spécimens récoltés grâce à un système à plusieurs entrées incluant non seulement des caractères morphologiques mais aussi des informations géographiques, écologiques, biologiques, etc. Le grand avantage de ce système expert est qu’il permet de s’affranchir des contraintes de la clé dichotomique qui ne tolère pas la moindre erreur dans l’examen des caractères morphologiques considérés séquentiellement et un à un. De plus, les photos de haute qualité des caractères diagnostiques facilitent la comparaison aisée avec ceux des spécimens à identifier.

Méthodes cytogénétiques

115Dans les années 1940-1950, les méthodes d’identification des complexes d’anophèles ont fait appel à des études cytogénétiques (analyse des profils de bandes d’hétérochromatine des chromosomes). Cette méthode permet l’analyse de la structure génétique des populations, la discrimination de nouvelles espèces au sein du complexe et l’identification de ces espèces.

116Le principe de cette caractérisation chromosomique est basé sur l’observation et l’étude des chromosomes polytènes (Kitzmiller & Baker, 1965 ; Kitzmiller et al., 1973 ; Kitzmiller, 1976 ; Coluzzi et al., 1979, 1982, 2002). Chez les anophèles, qui possèdent tous 2n = 6 chromosomes (deux paires d’autosomes, une paire d’hétérochromosomes XX chez la femelle et XY chez le mâle), les chromosomes géants se forment par l’accumulation de plusieurs mitoses non suivies de fissuration des chromatides filles. On les trouve principalement dans les glandes salivaires de larves de 4e stade (L4), ou dans les cellules trophocytaires des ovaires de femelles semi-gravides. Après coloration, on observe au microscope à contraste de phase une succession de bandes sombres et claires sur les chromosomes polytènes.

117Certains segments des chromosomes peuvent être en position inverse sur un ou les deux chromosomes par rapport à d’autres individus, on parle alors d’inversions chromosomiques (fig. 61). Certaines de ces inversions peuvent être fixées pour tous les individus d’une espèce, qui sont alors homozygotes pour cette inversion. Dans ce cas, les inversions constituent des marqueurs d’identification.

118Les premiers travaux de cytogénétique sur les anophèles ont été conduits par Frizzi dans les années 1950 sur le complexe Maculipennis (Frizzi, 1953). Cette technique a été très utilisée chez les espèces des complexes Gambiae (Coluzzi et al., 2002), Culicifacies (Subbarao, 1988 ; Subbarao et al., 1993) et Leucosphyrus (Baimai, 1988). Avec le développement des outils moléculaires, elle est de nos jours moins employée à cause de la contrainte de travailler sur des stades de développement spécifiques frais, congelés ou fixés, ce qui ne permet pas d’études à large échelle. La préparation des chromosomes est longue et fastidieuse et la lecture des bandes requiert une grande expertise. De plus, la méthode n’est pas applicable à tous les anophèles, certains ne possédant pas de chromosomes polytènes avec des bandes distinctes. Pour d’autres anophèles, cette technique ne permet pas la distinction des espèces, comme entre An. quadriannulatus espèces A et B (Hunt et al., 1998) ou An. minimus espèces A et E (Somboon et al., 2001) qui sont homogènes pour les inversions chromosomiques.

Figure 61. Chromosome polytène : bras 2R d’Anopheles gambiae s.s. montrant trois boucles d’inversion avec l’arrangement chromosomique 2Rbc/u, d’après TOURÉ et al., 1998b
Visualiser les chromosomes polytènes d’Anopheles nili sur le site : http://agambiae.vectorbase.org/​ imgs/chromosome_map_small.gif

Méthodes iso-enzymatiques

119Cette technique est basée sur la mobilité électrophorétique de certaines enzymes due au polymorphisme des séquences d’acides aminés. Ces différentes formes alléliques sont appelées isoenzymes. Sur gel d’amidon ou d’acétate de cellulose, lors d’une électrophorèse, à pH donné, ces allèles peuvent migrer différentiellement. Certains allèles s’avèrent spécifiques d’une espèce et peuvent être utilisés comme marqueur d’identification. Cette technique a largement été décrite et utilisée dans les années 1980-1990 (Pasteur et al., 1987). Tout comme la méthode précédente, elle a permis l’identification de nombreuses espèces jumelles au sein de complexes, tels Dirus (Green et al., 1992), Minimus (Van Bortel et al., 1999), Sundaicus en Asie du Sud-Est (Sukowati et al., 1999), Punctulatus en Australasie (Foley et al., 1993), d’espèces du groupe Oswaldoi en Amérique du Sud dans lequel ont été séparées les trois espèces An. rangeli, An. nuneztovari (sp. A) et An. dunhami (Trindade & Scarpassa, 2002). Enfin, la technique iso-enzymatique a permis de documenter la génétique des populations de vecteurs tels An. pseudopunctipennis et An. darlingi (Manguin et al., 1995, 1999b). Dans le cas du complexe Gambiae, quatre systèmes enzymatiques ont permis de séparer six espèces du complexe. Cependant en Afrique de l’Ouest, la spécificité de ces allèles n’était pas de 100 %, en particulier pour séparer An. gambiae d’An. arabiensis. D’autres inconvénients ont peu à peu réduit l’usage de cette méthode, en particulier la nécessité d’utiliser des spécimens frais ou congelés vivants, ce qui implique d’avoir de l’azote liquide ou de la carboglace sur le terrain, condition difficile à réunir. De plus, la chaîne du froid ne doit pas être rompue sous peine de perte de l’activité enzymatique, ainsi les échantillons doivent être stockés dans des congélateurs jusqu’à leur utilisation.

Méthodes moléculaires

120Depuis les années 1990, le développement des techniques d’amplification de l’ADN principalement par réaction de polymérisation en chaîne ou PCR, accompagnée de l’analyse du polymorphisme de l’ADN, a pris le pas sur toutes les autres techniques d’identification d’espèces. Cet essor considérable des outils moléculaires est dû à leurs usages faciles, à leurs sensibilités, fiabilités et leurs rapidités. De plus, ces outils s’appliquent sur n’importe quel stade de développement, utilisent des spécimens simplement conservés à l’état sec ou dans l’éthanol, et une petite partie de l’insecte est suffisante (pattes du moustique par exemple). Ainsi, un même spécimen peut être identifié par PCR à partir de l’ADN de pattes et subir plusieurs autres tests, pour des expériences d’hybridation ou pour des tests ELISA (sur la tête-thorax pour la détection de protéines circumsporozoïtiques, sur l’abdomen pour l’identification du repas sanguin) ou pour être préservé comme spécimen de collection. Ces derniers peuvent aussi être utilisés pour leur identification moléculaire, même après des années en collection.

121La biologie moléculaire s’est constamment enrichie d’une pléiade de techniques, dont le point commun reste l’étape de la PCR qui permet l’amplification de fragments d’ADN localisés dans des régions, soit prises au hasard dans le génome pour la RAPD-PCR (Random Amplified Polymorphism DNA), soit connues pour la PCR allèle-spécifique et ses variantes.

122Le but n’est pas ici de faire une présentation exhaustive de tous les tests moléculaires d’identification développés à ce jour pour les anophèles, et les espèces de complexes, mais plutôt de donner des indications sur ceux qui sont les plus employés, avec leurs avantages et leurs inconvénients. L’étape de la PCR, commune à tous les tests décrits ci-après, n’est pas répétée et seules sont présentées les étapes qui différencient chaque technique.

123La RFLP-PCR (Restriction Fragment Length Polymorphism) comprend l’amplification d’un locus connu du génome suivie de sa digestion par une enzyme de restriction. L’identification des différents taxa est faite grâce au polymorphisme de la région d’ADN ciblée, révélée par l’endonucléase, et résultant en des profils de digestion différents. Chaque espèce est caractérisée par un profil de digestion avec des bandes de tailles différentes. La nécessité d’avoir deux étapes (amplification et digestion) rend cette technique longue à effectuer (la digestion peut prendre entre 1 à 3 heures) et onéreuse. Mais un test d’identification basé sur cette méthode reste particulièrement approprié dans le cas d’enquête entomologique où la faune anophélienne d’une région n’est pas connue. En effet, un test de ce type est a priori non sélectif et toutes les espèces rencontrées donneront un profil de digestion. À titre d’exemples de tests RFLP-PCR, on peut citer les travaux sur les formes moléculaires M et S d’An. gambiae (Favia et al., 1997), le groupe Funestus (Koekemoer et al., 1998 ; Garros et al., 2004a, 2004b), le groupe Punctulatus (Beebe & Saul, 1995), le complexe Minimus (Van Bortel et al., 2000) et le complexe Farauti (Beebe et al., 2000).

124La SSCP-PCR (Single Strand Conformation Polymorphism) nécessite une deuxième étape de dénaturation par la chaleur des produits PCR, qui sont ensuite refroidis très rapidement afin de générer la formation de structures secondaires d’ADN monobrin. Ces formations migrent de manière différentielle en fonction de leur taille et de leur conformation, liées au polymorphisme de la région ciblée. Le profil de migration est donc spécifique aux espèces et permet ainsi leur identification. Cependant, cette méthode est longue (notamment avec une électrophorèse de plusieurs heures), et peut poser des problèmes de reproductibilité. Elle nécessite un équipement particulier et l’utilisation de gel de polyacrylamide, plus cher que l’agarose. Ce type de test est donc peu recommandé pour l’identification d’un grand nombre de spécimens. À titre d’exemples de tests SSCP-PCR, on peut citer les travaux sur le groupe Funestus (Koekemoer et al., 1999) et le groupe Minimus (Sharpe et al., 1999).

125L’AS-PCR ou PASA-PCR. La généralisation du séquençage partiel ou complet de nombreux génomes a permis le développement de tests d’identification en une seule étape de type allèle-spécifique (AS-PCR ou PASA-PCR) plus faciles à mettre en œuvre et surtout plus rapides. Ce type de test est très spécifique et robuste (fig. 62). Il permet de tester rapidement un grand nombre de spécimens, et même si sa mise au point n’est pas toujours aisée, c’est la technique la plus développée actuellement. La base de ces tests d’identification est l’amplification ciblée d’une région de taille connue et spécifique aux différents taxa étudiés. Ce test nécessite donc au préalable le développement d’amorces spécifiques à chacun des taxa.

126L’association des différentes amorces peut varier : 1) deux couples d’amorces pour deux amplifications différentes (Paskewitz & Collins, 1990), 2) un couple d’amorces externes universelles et des amorces spécifiques internes (Porter & Collins, 1991), 3) une amorce universelle et plusieurs amorces espèces spécifiques (Walton et al., 1999a ; Koekemoer et al., 2002 ; Fettene & Temu, 2003 ; Kengne et al., 2003 ; Garros et al., 2004a), ou 4) plusieurs amplifications avec des couples d’amorces espèces spécifiques (Manguin et al., 2002).

127Le choix du locus d’hybridation des amorces peut être fait, soit à partir d’un séquençage systématique des régions d’intérêt pour les espèces étudiées, soit à partir d’un criblage aléatoire de régions non localisées sur le génome.

128Dans le premier cas, un séquençage préalable des régions d’ADN étudiées est nécessaire. Le choix des amorces est alors fait sur la base des différences nucléotidiques observées entre les taxa sur la région ciblée afin d’obtenir des fragments de tailles différentes spécifiques de chaque espèce (plus de 25 pb de différence). Ainsi, l’identification est basée sur le polymorphisme de taille des fragments d’ADN amplifiés.

Figure 62. Représentation schématique des différents types d’AS-PCR.
Les flèches en trait continu indiquent les amorces universelles, et les flèches en pointillés indiquent les amorces spécifiques, d’après SHARPE et al., 1999

129La plupart des tests d’identification développés récemment sont des AS-PCR basés sur les différences situées sur l’ITS (Paskewitz et al., 1993 ; Walton et al., 1999b ; Hackett et al., 2000 ; Manonmani et al., 2001 ; Koekemoer et al., 2002 ; Kengne et al., 2003 ; Phuc et al., 2003 ; Garros et al., 2004a), sur l’IGS pour les espèces du complexe Gambiae (Scott et al., 1993 ; Fettene & Temu, 2003) et sur le domaine D3 de l’ADNr 28S pour le groupe Minimus (SHARPE et al., 1999).

130Dans le deuxième cas, le choix des amorces spécifiques est fait à partir d’un criblage aléatoire de régions non localisées sur le génome. Le criblage peut mettre en évidence des fragments amplifiés de taille spécifique aux taxa, et dans ce cas être utilisés pour l’identification. Une fois certaines bandes reconnues comme spécifiques d’espèces, celles-ci sont clonées et séquencées. Le fragment généré est appelé SCAR (Sequence Characterized Amplified Region). De ces séquences nucléotidiques seront définis des couples d’amorces spécifiques de l’espèce à identifier.

131Des tests AS-PCR ont été développés pour : le complexe Dirus (Walton et al., 1999b), le complexe Fluviatilis (Manonmani et al., 2001), le groupe Funestus (Koekemoer et al., 2002 ; Garros et al., 2004a), le complexe Gambiae (Paskewitz et al., 1993), le groupe Maculipennis (Porter & Collins, 1991), le groupe Minimus (Garros et al., 2004a), le sous-groupe Quadrimaculatus (Cornel et al., 1996) et le complexe Nili (Kengue et al., 2003b).

132La RAPD (Random Amplified Polymorphism DNA). L’identification aléatoire de fragments spécifiques peut être réalisée avec des amorces de type RAPD, décamères (10 nucléotides) et arbitraires, c’est-à-dire provenant de différentes régions du génome. Cette méthode a aussi été utilisée dans l’analyse de génétique des populations et avec plus ou moins de succès pour l’identification d’espèces cryptiques chez les anophèles (Sucharit & Komalamisra, 1997). Les inconvénients majeurs de ce type d’amorces sont l’amplification d’un grand nombre de régions qui nuit à la lecture des gels et le manque de reproductibilité des amplifications (grande sensibilité à la qualité et la concentration de l’ADN, au changement de Taq polymérase, de thermocycleur ou de manipulateur). Cette approche a été utilisée pour identifier différentes espèces du groupe Minimus (Kengne et al., 2001) et du complexe Dirus (Manguin et al., 2002).

133L’AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism). Un autre moyen de sélectionner des fragments de type espèce-spécifique pourrait être l’utilisation des régions criblées à partir de fragments AFLP. Le principe de base est l’amplification secondaire de fragments de restriction de l’ADN génomique auxquels des adaptateurs, servant de sites d’hybridation des amorces, ont été fixés. Deux amplifications sont nécessaires. La première, universelle, amplifie tous les fragments de restriction. La seconde utilise des amorces ayant en extrémité 3’ une base supplémentaire sélective. Cette technique n’a jamais été utilisée pour le développement d’un diagnostic spécifique chez les anophèles.

134La PCR multiplexe. Lorsque les amorces de plusieurs espèces sont combinées dans une même réaction d’amplification, on parle alors de « PCR multiplexe ». Lors du développement d’un test moléculaire d’identification, le choix des amorces se doit avant tout d’être espèce spécifique et doit inclure un contrôle positif. En d’autres termes, les résultats attendus doivent être « amplification » , plutôt que « non-amplification » ; en effet, les non-amplifications ne peuvent être distinguées d’un problème technique de type faux-négatif.

135Lorsque les critères morphologiques ne sont pas fiables ou sont inexistants pour différencier les espèces de complexes d’anophèles, les tests d’identification moléculaire doivent être utilisés, d’autant que de nombreuses méthodes sont déjà disponibles et qu’elles sont de plus de plus simples et efficaces. Leur utilisation doit être généralisée, voire devenir systématique, si l’on veut correctement évaluer la biologie, le comportement, le rôle dans la transmission et le niveau de résistance aux insecticides de chacune des espèces. Ces connaissances sont indispensables pour la mise en place de programmes de lutte antivectorielle sélective, appropriée et efficace.

PHYLOGÉNIE DU GENRE ANOPHELES

136La phylogénie permet de classer et d’étudier les relations entre les espèces. Ainsi, il est possible de délimiter des entités monophylétiques pouvant être désignées comme espèces (Cracraft, 1983). Une fois ce « contour » défini, il est plus facile d’identifier des caractères morphologiques diagnostiques pour chaque espèce.

137La phylogénie des anophèles a longtemps été basée sur des critères morphologiques des différents stades de développement (œufs, larves, nymphes et adultes). Cependant devant la difficulté d’observation de certains caractères morphologiques et le temps nécessaire, les caractères morphologiques ont peu à peu été supplantés par les caractères moléculaires. À partir des reconstructions phylogénétiques, il devient aussi plus aisé de comprendre les mécanismes de colonisation, spéciation, radiation évolutive, et d’appréhender les déterminants génétiques des traits écologiques et comportementaux de la compétence vectorielle. Cela est essentiel lorsque l’on étudie des espèces vectrices d’agents pathogènes, où toute erreur d’identification peut amener à des programmes de lutte supposée antivectorielle mais qui ciblent en fait des anophèles non vecteurs.

Les méthodes de reconstruction phylogénétique

138Un arbre phylogénétique est une représentation graphique de la phylogenèse d’un groupe de taxa, où les nœuds externes représentent les unités taxonomiques étudiées et les branches les relations entre les taxa en termes de descendance. Les nœuds internes représentent des ancêtres hypothétiques. On distingue deux grands groupes de méthodes d’analyses phylogénétiques : les méthodes de distances (approche phénétique) et les méthodes de caractères dans lesquelles on inclut les méthodes de parcimonie MP (Maximum Parcimony), le maximum de vraisemblance ML (Maximum Likelihood) et, développée plus récemment, l’analyse bayésienne.

139Les méthodes phénétiques se proposent de reconstruire des arbres en partant des ressemblances observées entre chaque paire d’unités évolutives. Plus la ressemblance globale entre deux unités est importante, plus leur lien de parenté est étroit. L’analyse phénétique de séquences commence par le calcul d’une matrice de distances, puis par la construction d’un arbre phylogénétique. Ces méthodes sont rapides et permettent d’analyser de larges bases de données en testant un grand nombre d’hypothèses évolutives. Cependant, la réduction de la matrice de caractères (séquences) en une matrice de distances induit une perte d’information.

140La reconstruction phylogénétique selon le principe de parcimonie postule que pour un groupe d’espèces, la phylogénie la plus vraisemblable est celle qui nécessite le plus petit nombre de changements évolutifs. C’est une méthode fréquemment utilisée. Elle ne réduit pas l’information à un nombre unique et essaie de fournir l’information sur les séquences ancestrales. Par contre, elle est très lente comparée aux méthodes de distances et n’utilise qu’une partie de l’information (les sites informatifs).

141La méthode du maximum de vraisemblance repose sur un raisonnement probabiliste : elle suppose que les événements évolutifs obéissent à certaines lois de probabilité définies a priori, et cherche l’arbre et les longueurs de branches dont la survenue est la plus vraisemblable, compte tenu des données. La méthode calcule donc la probabilité d’observer les données sachant les hypothèses d’un modèle évolutif. Il existe environ 64 modèles évolutifs. La méthode du maximum de vraisemblance est considérée comme la plus fiable de toutes les méthodes phylogénétiques, celle qui conduit au résultat le plus proche de l’arbre évolutif réel. Par contre, c’est une méthode qui demande une grosse puissance de calcul et qui prend le plus de temps.

142Afin d’estimer la fiabilité des branches internes, des méthodes statistiques sont utilisées, telles que le bootstrapping. On considère généralement que les branches définies par une valeur de bootstrap supérieure à 70 % sont fiables. Cette méthode de ré-échantillonnage s’applique aux méthodes phénétiques et cladistiques (MP et ML).

143La méthode de distances et les analyses en maximum de parcimonie sont très rapides, mais se sont révélées moins performantes que le maximum de vraisemblance. Cependant, il est important de considérer ces méthodes comme des outils avec chacune leurs avantages et leurs inconvénients. Avant de débuter toute reconstruction phylogénétique, il faut considérer son jeu de données et sa problématique afin d’évaluer quelle méthode de reconstruction sera la plus appropriée.

144Plus récemment, les statistiques bayésiennes ont été mises au service de la phylogénie. L’approche bayésienne combine un modèle probabilistique d’évolution des caractères et la rapidité de l’approximation par la Chaîne de Markov Monte Carlo. Les arbres obtenus sont conservés selon leur probabilité. L’arbre consensus produit des probabilités bayésiennes pour chaque clade. Elles sont globalement équivalentes à des pourcentages de bootstrap calculés sur le maximum de vraisemblance (Huelsenbeck et al., 2001 ; Douady et al., 2003).

145L’utilisation conjointe de marqueurs morphologiques et moléculaires [ADN nucléaire, ADN ribosomal (ADNr) et ADN mitochondrial (ADNmt)] permet d’obtenir l’histoire évolutive de plusieurs marqueurs et de confronter ces informations, afin de reconstruire au plus vrai les relations historiques entre les espèces (Encadrés 19 et 20).

Encadré 19
L’ADN ribosomal
L’ADN ribosomal (ADNr) est une des régions les plus utilisées dans la discrimination et l’identification des espèces d’anophèles. L’ADNr est multigénique, situé sur le chromosome X et soumis à l’évolution concertée et à la recombinaison, ce qui en fait un marqueur de choix pour des évolutions récentes. Ses séquences sont répétées en unités transcriptionnelles (plusieurs centaines de fois) séparées les unes des autres par l’IGS (InterGenic Spacer), région non codante peu soumise à pression de sélection et donc plus variable. Chacune de ces unités contient aussi des séquences codant pour les sous-unités ribosomales 18S, 5,8S et 28S, séparées par des séquences non codantes, les ITS1 ou 2 (Internal Transcribed Spacer 1 ou 2). Ces séquences non codantes sont en général conservées entre les individus d’une même espèce, mais elles présentent des différences constantes, donc fixées, entre espèces même très proches (Collins & Paskewitz, 1996).
Études moléculaires sur l’ADN ribosomal (rDNA) d’An. gambiae s.s.

Encadré 20
L’ADN mitochondrial
L’ADN mitochondrial (ADNmt) est plus polymorphe que l’ADN nucléaire. Les mitochondries sont en grand nombre dans le génome, l’amplification des gènes est ainsi facilitée. L’héritabilité du génome mitochondrial est maternelle et la recombinaison absente (Simon et al., 1994 ; Hwang & Kim, 1999). Ainsi, l’ADN mitochondrial est informatif sur l’histoire de la lignée matriarcale et peut permettre la mise au jour de phénomènes d’introgression. Les gènes mitochondriaux sont donc des marqueurs de choix dans les phylogénies et sont utilisés en phylogéographie. Les marqueurs mitochondriaux ont été utilisés pour différencier des espèces chez certains complexes. Grâce à la publication du séquençage de l’ADNmt d’An. gambiae, certaines régions du génome ont été très souvent utilisées lors des analyses génétiques. C’est le cas des régions codantes comme les sous-unités de la NADH déshydrogénase (ND5 par exemple) ou des cytochromes (COI, COII, Cyt-b) ou des régions non codantes comme les sous-unités 16S ou 12S.

146Il faut là encore retenir qu’il n’y a pas de méthode ou de marqueur meilleur qu’un autre et que le choix doit dépendre du type de jeu de données, de ses caractéristiques et des hypothèses que l’on veut tester.

Biogéographie

147Le genre Anopheles comprend six sous-genres (Harbach, 2004). Les sous-genres Anopheles, cosmopolites, et Cellia, présent dans l’Ancien Monde, possèdent le plus grand nombre d’espèces, 189 et 239 respectivement (fig. 63). Les sous-genres Nyssorhynchus et Kerteszia comportent 33 et 12 espèces respectivement. Les espèces des sous-genres Lophopodomyia (6 espèces) et Stethomyia (5 espèces) n’incluent aucune espèce vectrice. Ces quatre derniers sous-genres sont uniquement présents dans le Nouveau Monde. Les sous-genres sont ensuite classés en section, série, groupe, sous-groupe et complexe d’espèces (Harbach, 2004). Un tel découpage est propre au genre Anopheles et n’est pas reconnu par le Code international de la nomenclature zoologique (International Code of Zoological Nomenclature, 1985).

148La place basale du genre néotropical Chagasia et la distribution néotropicale de quatre des six sous-genres du genre Anopheles (fig. 64) permettent de penser que l’origine des Anophelinae se place dans le Nouveau Monde (Harbach & Kitching, 1998 ; Krzywinski et al., 2001a, 2001b ; Krzywinski & Besansky 2003). L’origine monophylétique des sous-genres Anopheles et Cellia, leur position dans la phylogénie et leur distribution géographique datent l’origine des Anophelinae en Amérique du Sud avant la séparation du Gondwana. La première radiation à l’intérieur du sous-genre Anopheles a eu lieu avant la perte du pont terrien entre l’Amérique du Sud et l’Afrique il y a 95 millions d’années (Ma). La radiation du sous-genre Cellia, absent du Nouveau Monde, aurait eu lieu après la fin de l’éocène (~35 Ma), lorsque la connexion entre Europe et Amérique du Nord a disparu (Krzywinski et al., 2001a). Des études doivent encore être menées pour connaître toutes les routes de colonisation, mais les fossiles de moustiques sont trop rares pour être utilisés (Statz, 1944 ; Zavortink & Poinar, 2000 ; Poinar, 2005).

Implications taxonomiques et systématiques

149L’apport des reconstructions phylogénétiques moléculaires a permis d’apporter de nouvelles informations taxonomiques. Aux niveaux sous-générique et spécifique, les modifications sont fréquentes. Harbach en 2004 note 14 modifications dans les séries ou groupes par rapport à sa synthèse de 1994, avec un total de 35 ajouts d’espèces et de 10 retraits dont cinq pour cause de synonymie avec d’autres espèces. Pour la plupart, les espèces ajoutées à cette mise à jour sont des espèces jumelles appartenant à des complexes et révélées par les analyses moléculaires.

Encadré 21
Exemples de modifications taxonomiques internes au genre
Anopheles
■ Sous-genre Anopheles, série Anopheles, groupe Punctipennis. Le complexe An. crucians a été étendu afin d’inclure toutes les espèces du sous-groupe Crucians (Wilkerson et al., 2004) sur la base de séquences de l’ITS2. Le sous-groupe Crucians n’existe plus.
■ Sous-genre Cellia, série Myzomyia. Sur la base d’une étude morphologique et de reconstructions phylogénétiques moléculaires, la fusion des deux groupes Funestus et Minimus en un unique groupe Funestus a été proposée (Garros et al., 2005a, 2005b). Il est composé de cinq sous-groupes : Aconitus, Culicifacies, Funestus, Minimus et Rivulorum. Le sous-groupe Culicifacies remplace le complexe An. culicifacies, et An. jeyporiensis est maintenant inclus dans le nouveau groupe Funestus.
■ Sous-genre Anopheles, série Myzorhynchus, groupe Umbrosus. En plus du sous-groupe Letifer (quatre espèces), trois sous-groupes ont été ajoutés pour trois espèces qui sont présentes en Thaïlande : le sous-groupe Baezai pour An. baezai, le sous-groupe Separatus pour An. separatus et le sous-groupe Umbrosus pour An. umbrosus (Rattanarithikul et al., 2006).
■ Sous-genre Cellia, série Pyretophorus. Anopheles sundaicus (Rodenwaldt) était un complexe de trois espèces (A, B et C) basé sur une analyse cytogénétique et confirmé par une étude isoenzymatique (Sukowati et al., 1999). Puis, un quatrième type cytogénétique (espèce D) a été défini sur les îles Car Nicobar (Nanda et al., 2004). Linton et al. (2001) ont désigné le néotype d’An. sundaicus s.s. provenant du nord de Bornéo. Grâce à l’étude de l’ITS2, du COI et du Cyt-b, trois espèces allopatriques ont depuis été distinguées des formes cytogénétiques A, B et C décrites par Sukowati et al. (1999), dont An. epiroticus sur le continent asiatique et An. sundaicus espèce E en Indonésie (Dusfour et al., 2004, 2007).

Figure 63. Classification des anophèles de l’ordre au sous-genre.
Le nombre d’espèces dans les sous-genres est indiqué entre parenthèses, ainsi que l’origine géographique.
Les cadres inférieurs sont des exemples de vecteurs avec leur classification, d’après HARBACH, 2004

Figure 64. Relation phylogénétique hypothétique dans la sous-famille des Anophelinae Les genres (en gras) et les sous-genres du genre Anopheles sont représentés.
La position non résolue du sous-genre Lophopodomyia est représentée en pointillé d’après KRZYWINSKI & BESANSKY, 2003

150Avec l’utilisation de plus en plus systématique du séquençage de certaines parties du génome des espèces jumelles d’anophèles et du stockage de ces données dans des banques moléculaires internationales, des synonymies entre les taxa sont révélées (Sallum et al., 1999 ; Ma et al. 2000 ; Shin & Hong, 2001 ; Linton et al., 2002 ; Wilkerson et al., 2003 ; Hwang et al., 2004 ; Garros et al., 2005b). Le programme international de code-barre (bar-coding), base de données, interfacée sur le web, permettant l’identification des insectes à intérêt médical et agricole à l’aide de marqueurs moléculaires, devrait permettre à l’avenir de réduire ce type d’erreur. Elle comprendra des séquences d’au moins un gène mitochondrial (COI) et nucléaire (ITS2) qui seront utilisées comme des codes-barres permettant une identification spécifique. Ce type de base permettra, en outre, de disposer pour chaque espèce, identifiée par des spécialistes, d’une fiche contenant des informations taxonomiques, écologiques, biologiques, médicales, vétérinaires ou agronomiques.

GÉNÉTIQUE DES POPULATIONS DE VECTEURS

151La connaissance de la structuration et des flux génétiques des populations d’espèces vectrices peut être le point de départ d’une meilleure compréhension des maladies à transmission vectorielle. D’une part, elle permet l’identification de populations génétiquement distinctes dont la biologie et la capacité vectorielle peuvent être différentes et, d’autre part, elle permet d’établir la présence de flux de gènes entre ces populations. Ces flux de gènes facilitent l’échange et la dispersion de gènes d’intérêt (i.e. gène de résistance à un insecticide). Leur étude est donc nécessaire pour assurer le succès de campagnes de lutte antivectorielle sélective et pour prédire les risques épidémiologiques. La génétique des populations permet de répondre à de telles problématiques (Donnelly et al., 2002). Cette approche permet de connaître la variabilité au sein et entre les populations et d’estimer les forces qui régissent sa modification. En effet, la structuration des populations des organismes reflète l’action combinée des flux de gènes contemporains (liés aux phénomènes de dispersion), de la dérive génétique (avec comme facteur clé Ne, la taille efficace de la population), de la sélection et de l’histoire démographique.

Les outils

152Les méthodes indirectes d’évaluation de la structuration des populations nécessitent l’évaluation de leur variabilité génétique et l’estimation de paramètres, tel que le déficit en hétérozygotes. Les moyens d’accès à cette variabilité se sont multipliés avec les avancées en biologie moléculaire. Les marqueurs moléculaires les plus adaptés à une étude génétique des populations doivent répondre à plusieurs critères : ils doivent avoir une transmission mendélienne, être codominants, polymorphes et neutres.

153Parmi les marqueurs hautement polymorphes, les microsatellites sont très utilisés pour les études génétiques des populations d’anophèles. On appelle « microsatellites » des répétitions en tandem de motifs nucléotidiques courts. Une fois la difficulté du développement des amorces et de l’évaluation du polymorphisme passée, le génotypage de nombreux individus est très facile. Les microsatellites sont considérés comme neutres, très polymorphes au sein des populations naturelles et codominants, ce qui fait du génotypage un outil très efficace pour l’analyse génétique des populations, malgré quelques inconvénients (Jarne & Lagoda, 1996). L’homoplasie (analogie ou caractère commun entre différentes espèces, qui ne provient donc pas d’un ancêtre commun) et l’existence d’allèles nuls (allèles qui fournissent des produits géniques non fonctionnels) en sont les principaux et ils peuvent, dans certains cas, induire des erreurs d’estimation des paramètres qui décrivent la structuration des populations. Les microsatellites se montrent cependant assez robustes pour définir la structuration des populations par, notamment, l’évaluation du niveau d’hétérozygotie au sein et entre les populations étudiées avec des indices comme les FST, FIS ou FIT. Cependant il est souvent difficile de faire la différence entre l’histoire démographique des populations et les flux de gènes actuels. Des matériels génétiques très utilisés pour approcher l’histoire évolutive des anophèles sont l’ADNmt et l’ADNr. L’ADNmt est particulièrement utile pour résoudre l’histoire de la structuration des populations du fait qu’il est non recombinant, et donc chaque molécule d’ADNmt a une histoire unique. Par contre, il n’est informatif que sur les flux de gènes et sur la démographie de la lignée femelle. L’ADNr, en revanche, est multigénique et soumis à l’évolution concertée et à la recombinaison, ce qui en fait un marqueur de choix pour des évolutions très récentes. Il est conseillé d’associer plusieurs marqueurs des deux types (ADNmt et ADNr) dans les études de génétique de populations pour s’assurer que l’on étudie bien l’histoire de l’espèce et non pas celle du marqueur moléculaire.

Tableau III. Exemples d’études génétiques sur les anophèles

Tableau III. Exemples d’études génétiques sur les anophèles

154Les microsatellites ont été développés et utilisés sur des espèces anophéliennes de toutes les régions (tabl. III) surtout pour l’analyse de la structuration des populations (en terme de ressemblance génétique entre les populations) à différentes échelles géographiques.

Quelques exemples

155Un peu plus de 150 marqueurs microsatellites sont aujourd’hui connus pour les espèces du complexe Gambiae, principalement chez An. gambiae et An. arabiensis. La plupart de ces marqueurs ont été cartographiés sur le génome d’An. gambiae, ce qui donne aux chercheurs l’avantage de pouvoir choisir un ensemble de microsatellites sur tout le génome ou de sélectionner certaines régions du génome comprenant des traits d’intérêt. La structuration des populations des membres du complexe Gambiae a été largement étudiée avec les microsatellites à une échelle microcomme macrogéographique, avec un intérêt plus particulier pour An. gambiae et ses formes chromosomiques (Della Torre et al., 2005). De plus en plus de travaux s’intéressent aussi à la structure génétique, aux flux de gènes et à l’histoire des populations d’An. arabiensis et d’An. funestus (Besansky et al., 1997 ; Donnelly & Townson, 2000 ; Cohuet et al., 2004a, 2005). La règle semble plutôt être l’hétérogénéité génétique des espèces sur leur aire de répartition avec des histoires évolutives différentes entre les populations de l’Est et de l’Ouest de l’Afrique. La vallée du Rift en Afrique de l’Est a été clairement identifiée comme une barrière aux flux de gènes chez An. gambiae (Lehmann et al., 2003) et An. funestus (Kamau et al., 2003). Une autre limitation des flux de gènes a également été mise en évidence à Madagascar entre les populations d’An. funestus de l’Ouest et celles des hautes terres centrales (Ayala et al., 2006). Au Sénégal (Cohuet et al., 2004a), les marqueurs microsatellites ne retrouvent pas la différenciation des deux formes chromosomiques « Folonzo » et « Kiribina » d’An. funestus décrites au Burkina Faso ; il en résulterait que les inversions chromosomiques seraient plutôt une adaptation à l’environnement qu’un marqueur d’espèce.

156De nombreuses études ont utilisé l’ADNmt pour mieux comprendre la structuration génétique des membres du complexe Gambiae (Della Torre et al., 2005). Ces études ont surtout révélé une histoire évolutive complexe qui reste encore largement discutée. Le manque de différenciation des marqueurs mitochondriaux entre les populations et les espèces au sein du complexe amène aux conclusions que des flux de gènes sur de très longues distances existent et qu’il y a des phénomènes contemporains d’introgression entre les espèces du complexe. Cependant, d’autres marqueurs (microsatellites et ADNr) contredisent ces conclusions. Fairley et al. (2000) ont utilisé un fragment de la région COI pour comprendre la structuration des populations d’An. punctipennis dans le Vermont (É.-U.). Les diversités intra-populationnelles trouvées apparaissent significativement différentes entre les populations et une structuration inter-populationelle existe. Les auteurs montrent que les fluctuations des tailles des populations et certaines barrières aux flux de gènes peuvent expliquer ces résultats. De nombreux exemples confirment l’intérêt de l’ADNmt pour répondre à des questions de structuration des populations sur une large échelle, mais il faut garder à l’esprit que ce type de marqueur peut être non informatif comme c’est le cas chez An. gambiae s.l. ou An. maculipennis.

157Comme on le voit, l’un des problèmes majeurs d’avoir un large choix de marqueurs moléculaires pour analyser et comprendre l’histoire des populations d’une espèce fait que les conclusions issues de différents jeux de données ne sont pas toujours congruentes. Pour autant, c’est la confrontation des résultats et des jeux de données de différents types de marqueurs qui permettent de mieux comprendre et cerner l’histoire de l’espèce.

158La lutte antivectorielle actuelle s’appuie sur des données précises en termes d’identification des espèces vectrices et de flux de gènes (résistance aux insecticides) qui peuvent mettre en péril les stratégies de contrôle. Les perspectives actuelles de la lutte antivectorielle passent par une meilleure gestion des phénomènes de résistance aux insecticides. À plus long terme, d’autres voies seront tentées comme la diminution de la taille des populations de vecteurs par le remplacement de populations compétentes par des populations génétiquement modifiées, réfractaires aux parasites ou par l’amélioration des lâchers de mâles stériles. Même si ces perspectives semblent encore loin d’être opérationnelles, elles ne pourront être réellement efficaces et contrôlées que si la structure des populations et les flux de gènes entre elles sont parfaitement connus.

© IRD Éditions, 2009

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