Version classiqueVersion mobile
OpenEdition Books

Nutzen-Risiko-Bewertung von Mineralstoffen und Spurenelementen

 | 
Andrea Hartwig
, 
Beate Köberle
, 
Bernhard Michalke

Vortragsreihe

Toxizität von nano- und mikropartikulärem Kupferoxid: Zelluläre Aufnahme und der Einfluss auf die genomische Stabilität

Annetta Semisch, Julia Ohle, Barbara Witt et Andrea Hartwig

Résumé

Das redoxaktive essentielle Spurenelement Kupfer wird über die zelluläre Kupferhomöostase streng reguliert. Dennoch kann Kupfer unter Überladungsbedingungen, z.B. nach Inhalation kupferhaltiger Stäube, adverse Effekte bewirken. Synthetisierte Partikel wie nano-oder mikroskaliges Kupferoxid (CuO NP, CuO MP) rückten in den letzten Jahren in den Fokus toxikologischer Untersuchungen, da sie als Beispiel der stärkeren Toxizität von nano-gegenüber mikroskaligen Partikeln identischer Zusammensetzung gelten. Allerdings sind vergleichende systematische Studien als Beitrag zur Nutzen-Risiko-Bewertung von CuO NP, CuO MP sowie der entsprechenden löslichen Verbindung (hier: CuCl2) bisher rar. Zusätzlich zu den spezifischen Elementeigenschaften können partikelinhärente physikochemische Charakteristika, wie Oberfläche oder Löslichkeit, die biologischen Effekte beeinflussen. Ein vielversprechender Ansatz zur Aufklärung zugrunde liegender Mechanismen der Toxizität von Partikeln basiert auf der Evaluierung der Löslichkeit bzw. Bioverfügbarkeit in physiologisch relevanten Modellflüssigkeiten sowie im zellulären System. Im vorliegenden Beitrag konnte gezeigt werden, dass sich CuO NP in allen eingesetzten Medien stärker lösten als CuO MP. Auch im Zellkern überwog die Akkumulation von Kupferionen nach Inkubation mit CuO NP. Ferner induzierten lediglich CuO NP DNA-Strangbrüche, jedoch erhöhten alle drei Substanzen die Anzahl an H2O2-induzierten DNA-Strangbrüchen. Darüber hinaus hemmten sie das Ausmaß der Poly(ADP-ribosyl)ierung durch das an der DNA-Reparatur beteiligte Zinkfingerprotein Poly(ADP-ribose)-Polymerase-1 (PARP-1). Ergänzende Untersuchungen zur Zytotoxizität zeigten einen starken Rückgang der Koloniebildungsfähigkeit nach Inkubation mit CuO NP und CuCl2, während CuO MP nicht zytotoxisch waren. Zusammengefasst können die beobachteten Effekte zum Teil, aber nicht vollständig, durch Unterschiede in der Bioverfügbarkeit oder den physikochemischen Eigenschaften der verwendeten Kupferverbindungen wie Oberfläche und Löslichkeit erklärt werden.

Note de l’éditeur

Kurztitel: Toxizität von nano-und mikroskaligem Kupferoxid

Texte intégral

Einleitung

Kupfer und Kupferhomöostase

1Kupfer ist ein essentielles Spurenelement und katalytischer Cofaktor in einer Reihe von Enzymen [1]. In Säugern und anderen Landlebewesen wird Kupfer in der Regel mit der Nahrung über den Verdauungstrakt aufgenommen [2], wobei Fisch, Leber, Getreide und Nüsse wichtige Kupferquellen darstellen [1]. Die Ausscheidung von überschüssigem Kupfer erfolgt vorrangig über die Galle. Sowohl die Aufnahme als auch die Exkretion werden durch die zelluläre Kupferhomöostase streng reguliert. Dabei erfolgt die Resorption des Kupfers ins Zellinnere über in der Zellmembran gelegene Transporter. Anschließend wird es an Glutathion oder Metallothioneine gebunden bzw. gespeichert. Glutathion überträgt Kupfer durch Protein-Protein-Wechselwirkungen an sogenannte Chaperone, die es ihrerseits an kupferabhängige Enzyme übertragen [3].

Kupfertoxizität

2Trotz seiner essentiellen Funktionen ist das redoxaktive Kupfer, das vorrangig in den Oxidationsstufen +1 und +2 auftritt, potentiell toxisch. Insbesondere eine exzessive Kupferexposition, z.B. nach Inhalation kupferhaltiger Stäube, kann die Kupferhomöostase stören. In der Folge wird Kupfer vorwiegend an niedermolekulare Verbindungen gebunden, wodurch es in der Lage ist, Fenton-ähnliche Reaktionen und somit die Bildung von Hydroxyl-Radikalen zu katalysieren. Diese können zelluläre Komponenten wie Proteine, Nukleinsäuren oder Membranlipide schädigen [4, 5] sowie Redox-sensitive Signalwege aktivieren. Ferner könnte Kupfer direkt mit Redox-sensitiven Proteindomänen oder Aminosäuren reagieren und dadurch Redox-sensitive Strukturen wie die Zink-bindenden Domänen der PARP-1 zerstören [6].

Nanopartikel

3Nanoobjekte sind definiert als Materialien, die mindestens eine Dimension (D) < 100 nm aufweisen. Dazu zählen Nanoplättchen (1D), Nanofasern (2D) und Nanopartikel (3D) [7]. Insbesondere Metalloxidpartikel wie synthetisierte nano-oder mikroskalige Kupferoxidpartikel (CuO NP, CuO MP) werden zunehmend als Katalysatoren oder antimikrobielle Zusätze verwendet [8-10].

Toxikologische Evaluierung von Nanomaterialien

4Aufgrund von steigenden Produktionsmengen bei noch unvollständiger Aufklärung der Gesundheitsrisiken [11, 12] gibt es einen dringenden Bedarf an vergleichenden systematischen Studien, die zur Nutzen-Risiko-Bewertung des Einsatzes von Nanomaterialien beitragen. Die toxikologische Evaluierung von Nanomaterialien setzt dabei einen interdisziplinären Ansatz voraus. Im Gegensatz zu löslichen Metallverbindungen besitzen Nanopartikel physikochemische Eigenschaften, deren Kenntnis für die Interpretation biologischer Effekte und assoziierter Mechanismen wichtig ist. Dazu zählen sowohl physikalische Eigenschaften wie Größe, Form oder spezifische Oberfläche als auch chemische Eigenschaften wie Löslichkeit oder elementare Zusammensetzung [13]. Zusätzlich zur Kenntnis der Toxizität der löslichen Komponente sollten auch Interaktionen zwischen Zellen und der Oberfläche von Partikeln berücksichtigt werden [14] Im Unterschied zu löslichen Metallionen werden Partikel über Endozytose in Zellen aufgenommen. Dabei bilden sich Endosomen (pH 6,2), die zu Lysosomen (pH 4,5) prozessiert werden, aus denen aufgrund des sauren pH-Wertes große Mengen an Metallionen intrazellulär freigesetzt werden können [14, 15]. Dieser Vorgang wurde auch mit dem Begriff des „trojanhorse-type mechanism” betitelt [16].

Toxizität von CuO NP und CuO MP

5In der Literatur wurde die deutlich stärkere Zytotoxizität einer identischen Massendosis von CuO NP im Vergleich zu CuO MP mehrfach beschrieben [17-19]. Ferner wurde eine stärkere Induktion von DNA-Schäden durch CuO NP beobachtet [18, 20, 21]. Als potentiell beeinflussende Faktoren der Zyto-und Genotoxizität wurden die größere Oberfläche, eine bessere Löslichkeit und somit eine erhöhte Freisetzung reaktiver Kupfer-Ionen, Unterschiede in der Aufnahmerate wie auch direkte Partikel-Zell-oder Partikel-Organell-Kontakte diskutiert.

6Bereits bekannt ist die Induktion von DNA-Strangbrüchen durch lösliche Kupferverbindungen [22-24]. Überdies hemmte CuSO4 die Poly(ADP-ribosyl)ierung, welche vorrangig durch das Zink-bindende Protein PARP-1 katalysiert wird [24]. PARP-1 ist ein an den prozessierenden Schritten der Basenexzisionreparatur (BER) und den initialen Schritten der Einzelstrangbruchreparatur (SSBR) beteiligtes Enzym [25]. Es verfügt über drei Zinkbindende Strukturen [26], die für die DNA-Bindung essentiell sind und daher empfindliche Angriffspunkte für zweiwertige Metallionen darstellen.

7Ein aussichtsreicher Ansatz zur vergleichenden Aufklärung zugrundeliegender Mechanismen der Toxizität von CuO NP, CuO MP sowie CuCl2 basiert auf der Evaluierung der Löslichkeit und somit der Bioverfügbarkeit der genannten Verbindungen in physiologisch relevanten Modellflüssigkeiten sowie im zellulären System. Wir untersuchten zyto- und genotoxische Effekte mit für Nanomaterialien geeigneten Methoden wie der Koloniebildungsfähigkeit, der Alkalischen Entwindung und der Immunfluoreszenz. Anschließend stellte sich die Frage, ob die beobachteten Unterschiede in der Toxizität durch die Bioverfügbarkeit von CuO NP, CuO MP oder CuCl2 erklärt werden können.

Ergebnisse und Diskussion

8Anhand elektronenmikroskopischer Aufnahmen, Dynamischer Lichtstreuung (DLS) und der Brunauer-Emmett-Teller (BET) Methode wurde eine vielfach geringere durchschnittliche Partikelgröße und daraus folgend eine deutlich größere Oberfläche der CuO NP im Vergleich zu CuO MP ermittelt. Sowohl CuO NP als auch CuO MP waren von identischer chemischer Zusammensetzung und Reinheit.

9Neben den physikochemischen Eigenschaften der Partikel wie Größe, Oberfläche und chemische Zusammensetzung kann auch das Inkubationsmedium die Löslichkeit beeinflussen. Entscheidend sind hierbei der pH-Wert sowie der Zusatz von Salzen, Aminosäuren, Proteinen oder komplexierenden Agentien. In der vorliegenden Studie wurde die Löslichkeit von CuO NP oder CuO MP in wässrigen Suspensionslösungen einfacher bis komplexer Zusammensetzung und bei neutralem oder saurem pH-Wert untersucht. Nach erfolgreicher Inkubation wurden die Partikelsuspensionen mehrfach zentrifugiert und der Kupfergehalt der Überstände spektrometrisch bestimmt. In allen Suspensionslösungen und zu jedem Zeitpunkt wurde eine stärkere Löslichkeit von CuO NP im Vergleich zu CuO MP festgestellt. Der stärkste Löslichkeitsunterschied zeigte sich bei saurem pH-Wert sowie im Zellkulturmedium. Auch ein Einfluss von fötalem Kälberserum auf die Löslichkeit wurde beobachtet. Aufbauend auf den gemessenen Löslichkeitsdifferenzen untersuchten wir die Bioverfügbarkeit und die intrazelluläre Verteilung von CuO NP, CuO MP oder CuCl2 im zellulären System. Dazu ermittelten wir den Kupfergehalt von Proteinfraktionen des Zyto-bzw. Kernplasmas von A549-Zellen nach Inkubation mit den kupferhaltigen Substanzen. Die Ergebnisse zeigten für den Zellkern eine stärkere Kupferakkumulation durch CuO NP verglichen mit CuO MP oder CuCl2. Im Anschluss interessierte uns, inwieweit die Unterschiede in der Löslichkeit und der Bioverfügbarkeit die Zyto-und Genotoxizität beeinflussten. Im Hinblick auf die Zytotoxizität verursachte CuCl2 eine stark ausgeprägte konzentrationsabhängige Abnahme der Koloniebildungsfähigkeit in den humanen Krebszelllinien A549 und HeLa S3. Unsere Ergebnisse bestätigen Untersuchungen zur Zytotoxizität von CuSO4 in HeLa S3-Zellen, für die eine zytotoxische Wirkung ab 300 µM ermittelt wurde [24]. Im Gegensatz zu den CuO MP verringerten auch die CuO NP die Koloniebildungsfähigkeit stark. In der Literatur wurde wiederholt die deutlich stärkere Zytotoxizität einer identischen Massendosis von CuO NP im Vergleich zu CuO MP beschrieben [17-19]. Außer den kupferhaltigen Substanzen kann allerdings auch die verwendete Testmethode die Ergebnisse von Toxizitätsuntersuchungen beeinflussen. Die Anwendung kolorimetrischer oder enzymatischer Methoden bei der Untersuchung von Nanomaterialien wurde bereits in Verbindung mit fehlerbehafteten Resultaten gebracht [17, 27, 28]. Im Gegensatz dazu eignet sich die im vorliegenden Beitrag gewählte Methode der Koloniebildungsfähigkeit für die Untersuchung von Nanomaterialien, da eine Interaktion von Partikeln mit kolorimetrischen oder enzymatischen Testreagenzien ausgeschlossen ist. Aufbauend auf Vorarbeiten mit CuSO4 [24] quantifizierten wir mittels der Methode der Alkalischen Entwindung die Induktion von DNA-Strangbrüchen in HeLa S3-Zellen nach Inkubation mit CuO NP, CuO MP oder CuCl2 sowie erstmals die Anzahl an H2O2-induzierten DNA-Strangbrüchen nach einer Vorinkubation mit den kupferhaltigen Substanzen. Ohne H2O2-Behandlung zeigte allein die Behandlung mit CuO NP eine signifikante Induktion an DNA-Strangbrüchen. In Kombination mit H2O2 wurden unabhängig von der kupferhaltigen Substanz DNA-Strangbrüche festgestellt. Dies bestätigt Ergebnisse aus Untersuchungen mit dem sogenannten Comet Assay, nach denen CuO NP konzentrationsabhängig mehr DNA-Schäden induzierten als CuO MP [18, 20, 21]. Ferner wurde bereits früher gezeigt, dass lösliche Kupferverbindungen DNA-Strangbrüche auslösen können [22-24]. Die erhöhte Anzahl an H2O2-induzierten DNA-Einzelstrangbrüchen könnte auf eine Reaktion des H2O2 mit Kupferionen zurückzuführen sein. Cu(I) ist durch Fenton-ähnliche Reaktionen in der Lage, Hydroxyl-Radikale zu bilden, die in der Folge durch Reaktionen mit DNA-Basen oder Zuckerresten DNA-Strangbrüche verursachen [5]. Zusätzlich können Kupfer-Ionen direkt mit den Phosphatresten des Ribosephosphat-Rückgrats oder den DNA-Basen interagieren, wodurch sich die Wasserstoffbrückenbindungen zwischen den DNA-Basenpaaren sowie die DNA-Struktur verändern [29, 30]. Als potentiellen molekularen Angriffspunkt der Kupfertoxizität untersuchten wir den Einfluss von CuO NP, CuO MP oder CuCl2 auf das Ausmaß der durch das Zink-haltige Enzym PARP-1 katalysierten Poly(ADP-ribosyl)ierung in HeLa S3-Zellen. Unter Verwendung einer immunfluorimetrischen Methode beobachteten wir eine konzentrationsabhängige Verringerung an H2O2-induzierter Poly(ADP-ribosyl)ierung nach Inkubation mit CuO NP, CuO MP oder CuCl2. Im untersuchten Konzentrationsbereich war die Poly(ADP-ribosyl)ierung partiell gehemmt; in der Literatur wurde bereits diskutiert, dass auch eine teilweise inhibierte Poly(ADP-ribosyl)ierung zu genomischer Instabilität beitragen könnte [31].

10Ein möglicher Grund für das verringerte Ausmaß an Poly(ADP-ribosyl)ierung könnte eine verminderte Anzahl an H2O2-induzierten DNA-Strangbrüchen sein. Dies konnte jedoch anhand der oben beschriebenen Ergebnisse ausgeschlossen werden, da alle Substanzen die Anzahl an H2O2-induzierten DNA-Strangbrüchen erhöhten. Da Kupfer als redoxaktives Metall in der Lage ist, mit Redox-sensitiven Strukturen wie Sulfhydryl-Gruppen in Proteinen oder Aminosäuren zu reagieren, könnte es die Zink-bindenden Domänen der PARP-1 und somit die Enzymaktivität beeinflussen.

11Zusammenfassend konnte gezeigt werden, dass die Löslichkeit der CuO NP in wässrigen Suspensionslösungen und die Bioverfügbarkeit in der Kernproteinfraktion von A549-Zellen im Vergleich zu CuO MP überwog. Neben einer ausgeprägten Zytotoxizität induzierten CuO NP DNA-Strangbrüche und hemmten die Poly(ADP-ribosyl)ierung in HeLa S3 Zellen. Im Hinblick auf die Poly(ADP-ribosyl)ierung trat die beobachtete Hemmung ebenso stark nach der Inkubation mit CuO MP und CuCl2 auf, obwohl alle drei Substanzen die Anzahl an H2O2-induzierten DNA Strangbrüchen erhöhten. Bezüglich der Zytotoxizität verminderte CuO MP die Koloniebildungsfähigkeit nicht, wohingegen CuCl2 sie ähnlich stark wie CuO NP verringerte, was auf eine Relevanz der Substanzlöslichkeit hinweist. Im Gegensatz dazu konnte keine eindeutige Korrelation zwischen der zellulären Bioverfügbarkeit bzw. der intrazellulären Verteilung an Kupfer und der Toxizität beobachtet werden. Möglicherweise tragen direkte Wechselwirkungen der Partikel mit zellulären Membranen oder Unterschiede in der Generierung von Hydroxyl-Radikalen zu der nur mit CuO NP beobachteten Induktion von DNA-Strangbrüchen bei (Tabelle 1 und Abbildung 1). Abschließend bleibt festzuhalten, dass weitere Untersuchungen notwendig sind, um die Toxizitätsunterschiede mit einer möglichen Aktivierung Redox-sensitiver Signalwege in Zusammenhang zu bringen und deren Einfluss auf die genomische Stabilität abzuschätzen.

Tabelle 1: Vergleich der Toxizität, Genotoxizität und Bioverfügbarkeit von CuO NP, CuO MP und CuCl2.

Tabelle 1: Vergleich der Toxizität, Genotoxizität und Bioverfügbarkeit von CuO NP, CuO MP und CuCl2.

-: kein Effekt; +: schwacher Effekt; ++: mittlerer Effekt; +++: starker Effekt

Abbildung 1: Aufnahme von löslichen Kupferionen und partikulärem Kupferoxid in eine Zelle. Extrazellulär gelöste Kupferionen werden über in der Zellmembran gelegene spezifische Transporter in die Zelle aufgenommen. Der ungelöste Anteil partikulären Kupferoxids kann endozytiert werden. Das entstehende Endosom wird durch Fusion mit Lysosomen angesäuert, wodurch sich Kupferionen aus den Partikeln lösen. Dadurch können im Zytoplasma und im Zellkern hohe Kupferionenkonzentrationen erreicht werden.

Bibliographie

Literatur

[1] Zietz B. Kupfer. In: Dunkelberg, H., Gebel, T., Hartwig, A. (Hrsg.). Handbuch der Lebensmitteltoxikologie 2007:Wiley-VCH Verlag GmbH Co. KgaA, Weinheim, Deutschland, pp 2163-202.

[2] Linder MC. Copper and genomic stability in mammals. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis 2001;475: 141-52.

[3] Festa RA, Thiele DJ. Copper: An essential metal in biology. Current Biology 2011;21: R877-R83.

[4] Linder MC. The relationship of copper to DNA damage and damage prevention in humans. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis 2012;733: 83-91.

[5] Jomova K, Baros S, Valko M. Redox active metal-induced oxidative stress in biological systems. Transition Met Chem 2012;37: 127-34.

[6] Hartwig A. Metal interaction with redox regulation: an integrating concept in metal carcinogenesis? Free Radical Biology and Medicine 2013;55: 63-72.

[7] DIN ISO/TS 27687 Nanotechnologien – Terminologie und Begriffe für Nanoobjekte – Nanopartikel, Nanofaser und Nanoplättchen 2010.

[8] Ben-Moshe T, Dror I, Berkowitz B. Oxidation of organic pollutants in aqueous solutions by nanosized copper oxide catalysts. Applied Catalysis B: Environmental 2009;85: 207-11.

[9] Gabbay J, Borkow G, Mishal J, Magen E, Zatcoff R, Shemer-Avni Y. Copper Oxide Impregnated Textiles with Potent Biocidal Activities. Journal of Industrial Textiles 2006;35: 323-35.

[10] Reddy VP, Kumar AV, Swapna K, Rao KR. Copper Oxide Nanoparticle-Catalyzed Coupling of Diaryl Diselenide with Aryl Halides under Ligand-Free Conditions. Organic Letters 2009;11: 951-3.

[11] Choi J-Y, Ramachandran G, Kandlikar M. The Impact of Toxicity Testing Costs on Nanomaterial Regulation. Environmental Science & Technology 2009;43: 3030-4.

[12] Grieger KD, Baun A, Owen R. Redefining risk research priorities for nanomaterials. J Nanopart Res 2010;12: 383-92.

[13] Sayes CM, Warheit DB. Characterization of nanomaterials for toxicity assessment. Wiley Interdisciplinary Reviews: Nanomedicine and Nanobiotechnology 2009;1: 660-70.

[14] Canton I, Battaglia G. Endocytosis at the nanoscale. Chemical Society reviews 2012;41: 2718-39.

[15] Oller AR, Costa M, Oberdörster G. Carcinogenicity Assessment of Selected Nickel Compounds. Toxicology and Applied Pharmacology 1997;143: 152-66.

[16] Limbach LK, Wick P, Manser P, Grass RN, Bruinink A, Stark WJ. Exposure of Engineered Nanoparticles to Human Lung Epithelial Cells: Influence of Chemical Composition and Catalytic Activity on Oxidative Stress. Environmental Science & Technology 2007;41: 4158-63.

[17] Berntsen P, Park C, Rothen-Rutishauser B, Tsuda A, Sager T, Molina R, Donaghey T, Alencar A, Kasahara D, Ericsson T, Millet E, Swenson J, Tschumperlin D, Butler J, Brain J, Fredberg J, Gehr P, Zhou E. Biomechanical effects of environmental and engineered particles on human airway smooth muscle cells. J R Soc Interface 2010;7 Suppl 3: S331-40.

[18] Midander K, Cronholm P, Karlsson HL, Elihn K, Möller L, Leygraf C, Wallinder IO. Surface Characteristics, Copper Release, and Toxicity of Nano-and Micrometer-Sized Copper and Copper(II) Oxide Particles: A Cross-Disciplinary Study. Small 2009;5: 389-99.

[19] Karlsson H, Gustafsson J, Cronholm P, Möller L. Size-dependent toxicity of metal oxide particles--a comparison between nano-and micrometer size. Toxicol Lett 2009;188: 112-8.

[20] Karlsson HL, Cronholm P, Gustafsson J, Möller L. Copper Oxide Nanoparticles Are Highly Toxic: A Comparison between Metal Oxide Nanoparticles and Carbon Nanotubes. Chem Res Toxicol 2008;21: 1726-32.

[21] Wang Z, Li N, Zhao J, White JC, Qu P, Xing B. CuO Nanoparticle Interaction with Human Epithelial Cells: Cellular Uptake, Location, Export, and Genotoxicity. Chemical Research in Toxicology 2012;25: 1512-21.

[22] Saleha Banu B, Ishaq M, Danadevi K, Padmavathi P, Ahuja YR. DNA damage in leukocytes of mice treated with copper sulfate. Food and Chemical Toxicology 2004;42: 1931-6.

[23] Sideris EG, Charalambous SC, Tsolomyty A, Katsaros N. Mutagenesis; carcinogenesis and the metal elements--DNA interaction. Progress in clinical and biological research 1988;259: 13-25.

[24] Schwerdtle T, Hamann I, Jahnke G, Walter I, Richter C, Parsons JL, Dianov GL, Hartwig A. Impact of copper on the induction and repair of oxidative DNA damage, poly(ADP-ribosyl)ation and PARP-1 activity. Mol Nutr Food Res 2007;51: 201-10.

[25] Krishnakumar R, Kraus WL. The PARP side of the nucleus: molecular actions, physiological outcomes, and clinical targets. Molecular cell 2010;39: 8-24.

[26] Langelier M-F, Servent KM, Rogers EE, Pascal JM. A Third Zinc-binding Domain of Human Poly(ADP-ribose) Polymerase-1 Coordinates DNA-dependent Enzyme Activation. Journal of Biological Chemistry 2008;283: 4105-14.

[27] Casey A, Herzog E, Davoren M, Lyng FM, Byrne HJ, Chambers G. Spectroscopic analysis confirms the interactions between single walled car-bon nanotubes and various dyes commonly used to assess cytotoxicity. Carbon 2007;45: 1425-32.

[28] Wörle-Knirsch JM, Pulskamp K, Krug HF. Oops They Did It Again! Carbon Nanotubes Hoax Scientists in Viability Assays. Nano Letters 2006;6: 1261-8.

[29] Eichhorn GL, Shin YA. Interaction of metal ions with polynucleotides and related compounds. XII. The relative effect of various metal ions on DNA helicity. Journal of the American Chemical Society 1968;90: 7323-8.

[30] Duguid J, Bloomfield VA, Benevides J, Thomas GJ. Raman spectroscopy of DNA-metal complexes. I. Interactions and conformational effects of the divalent cations: Mg, Ca, Sr, Ba, Mn, Co, Ni, Cu, Pd, and Cd. Biophysical journal 1993;65: 1916-28.

[31] Hartwig A, Pelzer A, Asmuss M, Bürkle A. Very low concentrations of arsenite suppress poly(ADP-ribosyl)ation in mammalian cells. International Journal of Cancer 2003;104: 1-6.

Table des illustrations

Titre Tabelle 1: Vergleich der Toxizität, Genotoxizität und Bioverfügbarkeit von CuO NP, CuO MP und CuCl2.
Légende -: kein Effekt; +: schwacher Effekt; ++: mittlerer Effekt; +++: starker Effekt
URL http://books.openedition.org/ksp/docannexe/image/163/img-1.jpg
Fichier image/jpeg, 44k
Légende Abbildung 1: Aufnahme von löslichen Kupferionen und partikulärem Kupferoxid in eine Zelle. Extrazellulär gelöste Kupferionen werden über in der Zellmembran gelegene spezifische Transporter in die Zelle aufgenommen. Der ungelöste Anteil partikulären Kupferoxids kann endozytiert werden. Das entstehende Endosom wird durch Fusion mit Lysosomen angesäuert, wodurch sich Kupferionen aus den Partikeln lösen. Dadurch können im Zytoplasma und im Zellkern hohe Kupferionenkonzentrationen erreicht werden.
URL http://books.openedition.org/ksp/docannexe/image/163/img-2.jpg
Fichier image/jpeg, 218k

Auteurs

Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie, Adenauerring 20a, Geb. 50.41, 76133
Email: annetta.semisch@kit.edu

Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie, Adenauerring 20a, Geb. 50.41, 76133

Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie, Adenauerring 20a, Geb. 50.41, 76133

Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie, Adenauerring 20a, Geb. 50.41, 76133 Karlsruhe
Email: andrea.hartwig@kit.edu

Lire

Open access